Cce modulo2 teorico2008

MINISTERIO DE EDUCACIÓN, CIENCIA Y TECNOLOGIA
UNIVERSIDAD NACIONAL DE RIO CUARTO
FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS, FÍSICO - QUÍMICAS Y NATURALES
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS NATURALES
OLIMPÍADA ARGENTINA DE BIOLOGÍA
APEB
ÁREA DE ACTUALIZACIÓN Y PERFECCIONAMIENTO EN LA ENSEÑANZA DE LA BIOLOGÍA
CONTINUIDAD Y CAMBIO DE LAS ESPECIES I:
INTRODUCCIÓN A LA BIOTECNOLOGÍA
Módulo II
Amplificación molecular de células
AUTORES
BIÓL. ELSA PINNA SENN
LIC. MARÍA ISABEL ORTIZ
PROF. GRACIELA DALMASSO
ASESOR PEDAGÓGICO - DIDÁCTICO
PROF. GRACIELAB. RAFFAINI
COORDINADOR
COMITÉ ORGANIZADOR EJECUTIVO

Estimado colega:
Comenzamos a recorrer el segundo módulo de este curso.
Le sugerimos que tome en cuenta las observaciones que pudieran haberle
hecho los autores a fin de favorecer su acercamiento a estos nuevos
conceptos.
Como en la anterior oportunidad remitimos el cuadernillo con
los contenidos, actividades y material de estudio, y otro con espacio para
resolver esas actividades y la evaluación.
En este módulo las actividades 1, 2 y 3 le permitirán realizar
prácticas de significación que incluyen acciones de descripción,
esquematización e identificación. En la actividad 4 realizará una práctica
de aplicación al construir un modelo de plásmido recombinante, y una
práctica de inventiva donde proyectará un nuevo modelo.
La evaluación propuesta pretende estimular su juicio crítico al
utilizar uno de los recursos para la enseñanza que habitualmente incluimos
en nuestras clases: los artículos periodísticos. Se preguntará acerca de su
fiabilidad y su relación con los contenidos desarrollados.
Además, los autores han incluido un glosario de términos
específicos con el fin de favorecer la comprensión del vocabulario propio
de la disciplina.
Esperamos sus consultas si surgiera alguna duda. Los medios
para comunicarse son los que se proponen en el módulo 1.
A CONTINUAR CON LA TAREA ENTONCES!!!

MINISTERIO DE EDUCACIÓN, CIENCIA Y TECNOLOGIA
UNIVERSIDAD NACIONAL DE RIO CUARTO
FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS, FÍSICO - QUÍMICAS Y NATURALES
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS NATURALES
OLIMPÍADA ARGENTINA DE BIOLOGÍA
APEB
ÁREA DE ACTUALIZACIÓN Y PERFECCIONAMIENTO EN LA ENSEÑANZA DE LA BIOLOGÍA
CONTINUIDAD Y CAMBIO DE LAS ESPECIES I:
Módulo II
Amplificación molecular de células

Continuidad y cambio de las especies I: Introducción a la biotecnología
APEB 4
Módulo II
Amplificación (clonado) molecular en células
Introducción
Una vez determinada la estructura del material genético, se inició una nueva etapa
que permitió la comprensión de los procesos básicos de la herencia y de la expresión
génica: replicación, transcripción y traducción del DNA. Comenzó así una manera diferente
de estudiar la base genética de los seres vivos: desde adentro (genotipo) hacia afuera
(fenotipo), inverso de lo que se venía haciendo desde Mendel, donde el genotipo se infería
a partir de la observación del fenotipo.
Se desarrollaron numerosas técnicas de manipulación del DNA que culminaron en lo
que se conoce como «tecnología del DNA recombinante» o «ingeniería genética». Muchas
de ellas estaban encaminadas a resolver el complejo problema de cómo amplificar (clonar)
o cómo localizar un gen o un segmento de DNA «perdido» en la inmensidad del genoma.
El propósito de este módulo es proveer las herramientas necesarias para analizar
los aspectos básicos de la tecnología del DNA recombinante y reconocer las metodologías
y estrategias que se utilizan en los distintos campos de la ciencia incluyendo la
Biotecnología.
Contenidos:
• Estrategias básicas para la amplificación molecular.
• Endonucleasas de restricción.
• Principales vectores de clonado: plásmidos, fagos, cromosomas artificiales de levaduras
(YACs).
• DNA copia (cDNA).
• Bibliotecas de DNA: genómica, de cDNA y cromosómica.
Objetivos:
• Conocer las distintas técnicas de manipulación del material genético y sus aplicaciones
• Comparar los distintos tipos de vectores de clonado.
• Valorar la importancia de la colaboración y de la comunicación científica.

APEB 5
Actividad Nº1: Estrategias de amplificación
El clonado o amplificación molecular del DNA se basa en un aumento programado
del número de copias de una secuencia de DNA determinada. En la práctica, esto implica
varias rondas de replicación catalizadas por una DNA polimerasa. Existen dos estrategias
básicas que permiten lograr esta amplificación: el clonado de DNA in vivo y el clonado de
DNA in vitro. En el siguiente esquema se presentan los componentes necesarios y las
principales etapas de los mismos.
Luego de leer el material de estudio presentado como anexo, resuelva las siguientes
actividades:
A) Describa las principales etapas de la amplificación molecular basada en células.
B) Elabore un esquema general de clonado.
C) Indique qué características poseen las secuencias que reconocen las enzimas de
restricción Tipo II.
D) Señale qué tipos de cortes pueden producir y los nombres que reciben los extremos
formados.
E) A continuación se muestra una tabla con los sitios de reconocimiento y corte de varias
enzimas de restricción tipo II. Las endonucleasas de restricción que tienen la misma
secuencia de reconocimiento y de corte, se denominan isoesquizómeros. Busque
ejemplos de isoesquizómeros en la tabla y transcríbalos.
Clonado de DNA in
vivo (basado en
células)
Clonado de DNA in
vitro .
Amplificación
específica
(clonado de DNA)
1. DNA "blanco"
2. Vector
3. Inserción del DNA en
el vector
4. Introducción del
vector recombinante a
la célula hospedadora.
5. Selección de los
clones recombinantes
1. DNA "blanco"
2. DNA polimerasa
termoestable
3. cebadores específicos.
4. dNTPs
5. Aproximadamente 30
ciclos de amplificación
6. Termociclador

APEB 6
Actividad Nº2: VECTORES DE CLONADO
Actualmente se han desarrollado una gran variedad de vectores de clonado. Para ser
utilizados como vehículos de clonación, su diseño debe tener en cuenta ciertos requisitos.
A) Analice el siguiente cuadro donde se muestran algunas características esenciales y otras
deseables de un vector de clonado. Distinga entre ambas justificando su elección.
Enzima Organismo fuente Sitio de restricción
EcoRI
Sau3AI
HindII
HaeIII
BamHI
MsoI
NotI
Escherichia coli
Satphylococcus aureus
Haemophilus influenzae
H. aegiptus
Bacillus amyloliquefaciens
Moraxela bovis
Nococardia otitdis-caviarum
5’ -G-A-A-T-T-C-
-C-T-T-A-A-G- 5’
I
5’ -N-G-A-T-C-N-
-N-C-T-A-G-N- 5’
5’ -G-T-Py-Pu-A-C-
-C-A-Pu-Py-T-G- 5’
5’ -G-G-C-C-
-C-C-G-G- 5’
5’ -G-G-A-T-C-C-
-C-C-T-A-G-G- 5’
5’ -N-G-A-T-C-N-
-N-C-T-A-G-N- 5’
5’ -G-C-G-G-C-C-G-C-
-C-G-C-C-G-G-C-G- 5’

APEB 7
DNA cadena
doble.
Al menos un gen
marcador .
Sitios de clonado únicos
para varias endonucleasas
de restricción.
Bajo peso molecular. Amplio rango de sistemas
de selección.
VECTOR
Poseer un origen de
replicación.
Figura1. Plásmidos
C)¿Cuál es la importancia de encontrar una enzima de restricción que corte al plásmido en
un solo sitio? ¿Qué sucedería si la enzima de restricción elegida cortara el origen de
replicación (ori)?
D) Observe el mapa del genoma del fago lambda mostrado en la Figura 3 del anexo 2.
¿Qué región puede ser reemplazada por DNA exógeno sin afectar su capacidad de infec-
ción? ¿Por qué?
E) ¿Por qué el fago lambda no tiene genes marcadores?
F) En la próxima figura se presentan los métodos de (a) Clonado de DNA en plásmido y (b)
Clonado de DNA en el fago lambda. Compárelos y determine similitudes y diferencias.
B) Identifique en los siguientes plásmidos los componentes que los convierten en
vectores adecuados para el clondo molecular.

APEB 8
Figura 2 (a)
Figura 2 (b)

APEB 9
G) Complete la siguiente tabla.
Vector de Tamaño del inserto Tipo de célula hospedadora Mecnismo de introducción a
clonado la célula hospedadora
Plásmidos
FagoLambda
YACs
(cromosomas
artificiales de
levadura)
H) El plásmido pKK233-2, es un vector de expresión de genes eucariotas en bacterias.
Analice qué elementos tiene en común con los vectores de clonado estudiados anteriormente
y cuáles son diferentes.
Figura 3. pKK233-2: AmpR
, gen de resistencia a ampicilina ; ptac, promotor tac ( reprimido por el represor lac y
inducido por el agregado de IPTG , inductor del operón lac); rbs, sitio de unión a los ribosomas; NcoI, PstI, Hind III,
sitios de corte para endonucleasa de restricción; T1 y T2, secuencias de terminación de la transcripción. La flecha indica
la dirección de la transcripción.
I) Para que un determinado gen se exprese en este vector es necesario que posea: una
secuencia promotora, un sitio de unión a los riboromas y secuencias de terminación,
¿Por qué?
Actividad Nº3: BIBLIOTECAS DE DNA
A) Distinga entre biblioteca genómica, biblioteca de cDNA y biblioteca cromosómica, y
explique qué utilidad tiene cada una de ellas.
Actividad Nº 4: CONSTRUCCIÓN DE UN MODELO DE PLÁSMIDO RECOMBINANTE.
En 1953 se vio que ciertos fagos que infectaban a una determinada cepa de
Escherichia coli no podían desarrollarse en otras, este fenómeno fue llamado « restricción».
En la década del 60, Werner Arber, descubrió que E. coli poseía enzimas capaces de
destruir el DNA de fagos crecidos en otras cepas, por eso se las llamó endonucleasas de
restricción. En 1970 Hamilton Smith determinó que esas enzimas de restricción eran capaces
de reconocer una determinada secuencia de DNA y cortar en ese lugar.

APEB 10
Mertz y Davis (1972), demostraron que si se digería DNA de distintas especies con
una endonucleasa de restricción y luego se añadía DNA-ligasa se podía obtener una molécula
híbrida. Este DNA recombinante, generado en el tubo de ensayo, necesitaba ser introducido
en una célula para poder replicarse. En 1973, Stanley Cohen, que había diseñado un protocolo
para introducir plásmidos en bacterias, y Herbert Boyer, quien había descubierto que los
plásmidos podían ser modificados para ser utilizados como vectores, realizaron el primer
experimento de clonado molecular, marcando así el inicio de la ingeniería genética.
La intencionalidad de esta actividad es que Ud. construya un modelo de plásmido
recombinante.
A) Prepare los materiales
1. Recorte la figura 1 que corresponde a un plásmido, para obtener cuatro tiras.
2. Recorte la figura 2 que representa la secuencia de bases de un fragmento de DNA
genómico.
3. Recorte las tarjetas de la figura 3 que representan las secuencias de reconocimiento y
corte de enzimas de restricción.
B) Arme el modelo
1. Una las 4 tiras de papel correspondientes al plásmido y péguelas una a continuación de
la otra. Una los dos extremos para formar un supuesto plásmido circular.
2. Una las tiras que representan el fragmento de DNA de extremo a extremo haciendo
coincidir los números.
3. Identifique en el plásmido los sitios de restricción para cada una de las endonucleasas y
márquelos con colores diferentes.
4. Analice la secuencia del fragmento de DNA genómico y determine posibles sitios de
restricción para las endonucleasas que tiene disponible, en caso de encontrarlos
márquelos con los mismos colores que utilizó para el plásmido.
5. Seleccione la/las enzima/s para armar su molécula recombinante.
6. Construya el plásmido recombinante.
C) A partir del modelo, resuelva las siguientes actividades.
1. Dibuje el plásmido recombinante obtenido por Usted.
2. Describa detalladamente el proceso que utilizó para construirlo.
3. ¿Cómo introduciría el vector recombinante en las células hospedadoras?
4. Las bacterias utilizadas como hospedadoras deberán ser sensibles a Ampicilina y a
Tetraciclina ¿Por qué?
5. ¿Cómo seleccionaría las bacterias que incorporaron el vector con inserto? (Ver Fig. 11,
anexo 1)
6. ¿Si el fragmento de DNA amplificado hubiera correspondido a un gen, habría sido posible
obtener el producto de dicho gen al finalizar el experimento?
7. Si en lugar de realizar la amplificación de un fragmento de DNA, amplificara DNA
genómico. ¿ Cómo realizaría el experimento y qué obtendría al finalizarlo ?
8. ¿Por qué si las enzimas de restricción fueron descubiertas en 1970, hubo que esperar
hasta 1973 para realizar el primer experimento de clonado molecular?

APEB 11
9. ¿Stanley Cohen y Herbert Boyer hubieran podido fundar las bases para la tecnología del
DNA recombinante si continuaban trabajando individualmente? ¿Qué importancia tiene
la colaboración y la difusión de resultados científicos?
D) A modo de cierre proyecte su práctica en el aula
¿Cómo podría adaptar este modelo para que sus estudiantes experimenten la
importancia de la colaboración y comunicación científica?
Diseñe un nuevo modelo de plásmido recombinante utilizando materiales diferentes al
papel como por ejemplo, sogas, cables, hilos, etc.

APEB 12
Figura 1. Secuencia de bases del plásmido
Las bases remarcadas en negrita corresponden al ori de replicación.
La región sombreada representa el gen de resistencia a la ampicilina y la
región sombreada representa el gen de resistencia a la tetraciclina.

APEB 13
Figura 2. Secuencia de bases de un fragmento de DNA genómico.
Las bases remarcadas en negrita corresponden a un gen hipotético

APEB 14
Figura 3. Tarjetas con secuencias de reconocimiento de diferentes endonucleasas de
restricción.

APEB 15
GLOSARIO
BIOTECNOLOGÍA: procesos comerciales o industriales que utilizan organismos o
productos biológicos.
cDNA: DNA sintetizado por la trancriptasa inversa a partir de un molde de mRNA.
CLONACION: aumento programado del número de copias de una secuencia de DNA
determinada.
ENZIMAS DE RESTRICCIÓN: Enzimas bacterianas que degradan, como reacción
defensiva, a cualquier DNA extraño, mientras que su propio DNA está protegido por
metilaciones.
GENOMA: Conjunto de genes de un individuo. Los organismos diploides poseen dos
genomas.
GENOTIPO: Constitución genética de un organismo.
FAGO (bacteriofago): virus que infecta a una bacteria.
FENOTIPO: Características observables de un organismo.
INDUCTOR: molécula que activa la transcripción de un gen.
INGENIERÍA GENÉTICA: conjunto de técnicas utilizadas para introducir un gen extraño
en un organismo para su amplificación.
ISOESQUIZÓMEROS. Endonucleasas de restricción que reconocen la misma secuencia.
OPERÓN: unidad genética formada por uno o más genes que codifican para polipétidos
(genes estructurales) y por un gen operador que controla la actividad transcripcional de los
genes estructurales; en bacterias
PLÁSMIDO: DNA circular o lineal, extracromosomal y bicatenario que se encuentra en
el interior de ciertas bacterias. Actúan y se replican de forma independiente al DNA
bacteriano.
PROMOTOR: secuencia de DNA correspondiente a un gen donde se une la RNA
polimerasa antes de comenzar la transcripción.
REPRESOR: proteína que se une a una secuencia especial del promotor de un gen
bloqueando su transcripción.
VECTORES DE CLONADO: Molécula de DNA autorreplicante que permite la
transferencia y la replicación de un DNA extraño en células hospedadoras.

Continuidad y Cambio de las Especies I - Introducción a la Biotecnología Anexo I
1
TECNOLOGÍA DEL DNA RECOMBINANTE
Modificado de Klug (1999)
La tecnología del DNA recombinante depende, en parte, de la capacidad de cortar y
unir segmentos de DNA por secuencias específicas de bases. Utilizando esta
metodología, se pueden transferir segmentos particulares de DNA a virus o a bacterias
para amplificarlos, aislarlos e identificarlos. La utilización de esta tecnología ha
conseguido importantes avances en la cartografía de genes, en el diagnóstico de
enfermedades, en la producción comercial de productos génicos humanos y en la
transferencia de genes entre especies diferentes, tanto en plantas como en animales.
El redescubrimiento de los experimentos de Mendel, realizados
independientemente por de Vries, Correns y von Tschermak en 1900, marcó el inicio de
la genética como disciplina organizada. Durante el crecimiento y desarrollo de esta
ciencia, varios descubrimientos claves han servido de puntos de inflexión, acelerando
todos ellos la velocidad a la que crecen los conocimientos en genética, abriendo, a su
vez, nuevos campos de investigación.
Uno de los primeros de estos hitos fue la teoría cromosómica de la herencia.
Este concepto, propuesto por Sutton y Boveri en 1902, lo desarrollaron Morgan y sus
colaboradores utilizando la mosca de la fruta (Drosophila). De estas investigaciones
provino la comprensión de la genética de la transmisión, de la determinación del sexo,
del ligamiento y de la utilización de los cromosomas para cartografiar genes en sus loci
citológicos específicos.
Un segundo hito fue el descubrimiento realizado por Avery, MacLeod y McCarty
de que el DNA es la macromolécula que transporta la información genética. Este
descubrimiento estimuló la utilización de virus y de bacterias como organismos para la
investigación genética, y condujo al modelo de estructura del DNA de Watson y Crick.
Este modelo ha traído consigo el conocimiento de las bases moleculares del código
genético, de la transcripción, de la traducción y de la regulación génica.
Ahora estamos experimentando otra transición en la historia de la genética: el
desarrollo y la aplicación de la tecnología del DNA recombinante. Esta tecnología se
utiliza en investigación básica y en el desarrollo y producción de vacunas, de proteínas
terapéuticas y de plantas y animales modificados genéticamente. También han surgido
temores por las epidemias o por los cambios ecológicos a gran escala que podrían
resultar de la liberación al medio de organismos genéticamente modificados. Aquí se
expondrán los métodos básicos de la tecnología del DNA recombinante que se utilizan
para aislar, replicar y analizar los genes.
Generalidades de la tecnología del DNA recombinante
El término DNA recombinante hace referencia a la creación de nuevas
combinaciones de segmentos o de moléculas de DNA que no se encuentran juntas de
manera natural. Aunque el proceso genético de la recombinación produce DNA
recombinante, este término se reserva a las moléculas de DNA producidas por la unión
de segmentos que provienen de diferentes fuentes biológicas.
La tecnología del DNA recombinante utiliza técnicas que provienen de la
bioquímica de los ácidos nucleicos unidas a metodologías genéticas desarrolladas
originalmente para la investigación de bacterias y de virus.
Como describiremos a continuación, la utilización del DNA recombinante es
una herramienta poderosa para el aislamiento de poblaciones puras de secuencias
específicas de DNA a partir de una población de secuencias mezcladas. Los
procedimientos básicos incluyen una serie de pasos:
1. Los fragmentos de DNA se generan utilizando unas enzimas denominadas

2
endonucleasas de restricción, que reconocen y cortan las moléculas de DNA por
secuencias nucleotídicas específicas.
2. Los fragmentos producidos mediante la digestión con enzimas de restricción se
unen a otras moléculas de DNA que sirven de vectores. Los vectores pueden
replicarse autónomamente en una célula huésped y facilitan la manipulación de la
molécula de DNA recombinante recién creada.
3. La molécula de DNA recombinante, formada por un vector que lleva un segmento
de DNA insertado, se transfiere a una célula huésped.
4. Al replicarse las células huésped, las células descendientes heredan el DNA
recombinante, creándose una población de células idénticas, que llevan todas la
secuencia clonada.
5. Los segmentos de DNA clonados pueden recuperarse de las células huésped,
purificarse y analizarse.
6. Potencialmente, el DNA clonado puede transcribirse, su mRNA puede traducirse y
el producto génico puede aislarse y examinarse.
Fabricación del DNA recombinante
El desarrollo de las técnicas de DNA recombinante ofrece nuevas
oportunidades para la investigación ya que simplifica la obtención de grandes
cantidades de DNA que codifican genes específicos, y facilita las investigaciones de la
organización, estructura y expresión génicas. Esta metodología también ha dado un
impulso al desarrollo de la naciente industria biotecnológica, que está suministrando un
número creciente de productos al mercado. El DNA recombinante produce grandes
cantidades de copias de segmentos de DNA específicos, incluyendo genes. El proceso
se resume en las siguientes secciones.
Enzimas de restricción
La piedra angular de la tecnología del DNA recombinante es un tipo de
enzimas denominadas de restricción. Estas enzimas, aisladas en bacterias, reciben
este nombre debido a que limitan o previenen las infecciones víricas degradando el
ácido nucleico invasor. Las enzimas de restricción reconocen una secuencia específica
de nucleótidos (denominada sitio de restricción) de una molécula de DNA de doble
cadena, y cortan el DNA por esa secuencia. El premio Nobel de 1978 se otorgó a
Werner Arber, Hamilton Smith y Daniel Nathans por su investigación sobre las enzimas
de restricción. Hasta la fecha, se han aislado y caracterizado casi 200 tipos de enzimas
de restricción diferentes.
Las enzimas de restricción se denominan según el organismo en el que se
descubrieron, utilizando un sistema alfanumérico. La enzima EcoRI proviene de
Escherichia coli, y se pronuncia “eco-erre-uno”. Hind III se descubrió en Hemophilus
influenzae y se pronuncia “jin-de-tres”. Hay dos tipos de enzimas de restricción: las
enzimas de Tipo I cortan las dos cadenas del DNA en una posición aleatoria a cierta
distancia del sitio de restricción. Las enzimas de Tipo I no se utilizan normalmente en la
investigación de DNA recombinante ya que el sitio de corte no es preciso. Las enzimas
de Tipo II reconocen una secuencia específica y cortan las dos cadenas del DNA con
absoluta precisión dentro de la secuencia reconocida. Las enzimas de Tipo II se usan
ampliamente en investigación de DNA recombinante puesto que cortan en sitios
específicos.
Las secuencias reconocidas por las enzimas de Tipo II son simétricas. La
secuencia de una de las cadenas leída en dirección 5'-3' es la misma que la secuencia
de la cadena complementaria leída también en dirección 5'-3'. Las secuencias que se
leen igual en ambas direcciones se denominan palindrómicas. La Figura 1 muestra el
sitio de reconocimiento palindrómico y los puntos de corte de EcoRI.

3
FIGURA 1. La enzima de restricción EcoRI reconoce y se une a la secuencia palindrómica GAATTC. El
corte del DNA en este sitio produce colas de cadena sencilla complementarias. Las colas de cadena
sencilla resultantes pueden unirse con colas complementarias de otros fragmentos de DNA para formar
moléculas de DNA recombinante.
La enzima EcoRI corta las cadenas de manera escalonada dentro del sitio de
reconocimiento, dejando extremos de cadena sencilla. Estas colas, que tienen
secuencias nucleotídicas idénticas, son «pegajosas», ya que pueden unirse a colas
complementarias de otros fragmentos de DNA mediante puentes de hidrógeno. Si
moléculas de DNA de diferente origen comparten los mismos sitios de reconocimiento
palindrómicos, ambas tendrán colas complementarias de cadena sencilla cuando se
traten con una endonucleasa de restricción (Figura 2). Si estos fragmentos se ponen
juntos bajo determinadas condiciones, los fragmentos de DNA de distinto origen
pueden formar moléculas recombinantes estableciendo puentes de hidrógeno entre los
extremos pegajosos. Luego se utiliza la enzima DNA ligasa para unir covalentemente
los esqueletos azúcar - fosfato de los dos fragmentos, produciéndose así una molécula
de DNA recombinante.
Otras enzimas de restricción de Tipo II, como Smal, cortan el DNA formando
fragmentos romos (Figura 3). Los fragmentos de DNA con extremos romos también
pueden unirse y formar moléculas recombinantes, pero primero deben modificarse
(Figura 3). La enzima desoxinucleotidil transferasa terminal se utiliza para crear
extremos de cadena sencilla mediante la adición de "colas” de nucleótidos. Si a uno de
los DNA se le añade una cola de poli – dA, y al otro DNA se le añade una cola de poli –
dT, se forman colas complementarias, y los fragmentos pueden unirse mediante
puentes de hidrógeno. Entonces, por ligación, pueden formarse moléculas
recombinantes (Figura 3).

4
FIGURA 2. Para formar moléculas de DNA recombinante, se corta DNA de distintas fuentes con EcoRI y
se mezcla para que se unan formando moléculas recombinantes. Después se utiliza la enzima DNA
ligasa para unirlos covalentemente en moléculas de DNA recombinante.
FIGURA 3. Las moléculas de DNA recombinante pueden formarse a partir de DNA cortado con enzimas
que dejan extremos romos. En este método, se utiliza la enzima desoxinucleotidil transferasa terminal
para crear colas complementarias mediante la adición de fragmentos de poli – dA y de poli – dT. Estas
colas sirven para unir el DNA de diferentes fuentes y para crear moléculas de DNA recombinante, que
son unidas covalentemente por tratamiento con la DNA ligasa.
La Figura 4 representa algunas enzimas de restricción comunes y sus

5
secuencias de reconocimiento. Algunas de estas enzimas producen extremos
cohesivos o «pegajosos», mientras que otras generan extremos romos.
FIGURA 4. Algunas enzimas de restricción comunes, con sus sitios de reconocimiento y de corte, el
patrón de corte y la fuente de origen.

6
Vectores
Después de unirse a un vector o vehículo de clonación, un segmento de DNA
puede llegar a entrar en una célula huésped y replicarse (clonarse). Los vectores son,
esencialmente, moléculas de DNA transportadoras. Para servir de vector, una molécula
de DNA debe tener unas determinadas características:
1. Debe poder replicarse independientemente junto con el segmento de DNA que
transporta.
2. Debe contener varios sitios de corte para enzimas de restricción, presentes sólo una
vez en el vector. Estos sitios de restricción únicos permiten insertar segmentos de
DNA cortados con la misma enzima sin desmembrar el vector, situación que se
produciría si se utilizasen sitios de restricción presentes más de una vez en el
vector.
3. Debe tener algún marcador de selección, (normalmente genes de resistencia a
antibióticos o genes de enzimas que la célula huésped no tenga) para poder
distinguir las células huésped que transportan al vector, de las que no las contienen.
4. El vector debería poder extraerse fácilmente de la célula huésped.
Actualmente se utilizan tres tipos principales de vectores: los plásmidos, los
bacteriófagos y los cósmidos.
Los plásmidos
Los plásmidos son moléculas de DNA de doble cadena extracromosómicas de
origen natural que tienen un origen de replicacíón (ori+) y que se replican
autónomamente en células bacterianas. Para poder utilizarlos en ingeniería genética,
se han modificado o diseñado muchos plásmidos de manera que contengan un número
limitado de sitios de restricción y genes de resistencia a antibióticos específicos.
El vector pBR322 fue uno de los primeros plásmidos diseñados que se utilizó
en DNA recombinante (Figura 5).
FIGURA 5. Mapa de restricción del plásmido pBR322, que muestra las localizaciones de los sitios de las
enzimas de restricción que cortan el plásmido por un solo sitio. Estos sitios pueden utilizarse para
insertar los fragmentos de DNA a clonar. También se muestran las localizaciones de los genes de
resistencia a antibióticos.
ori

7
Este plásmido tienen un origen de replicación (ori), dos genes de selección
(resistencia a los antibióticos ampicilina y tetraciclina), y algunos sitios de restricción
únicos. Dentro del gen de resistencia a tetraciclina hay sitios de restricción únicos para
las enzimas BamHI, SpbI, SalI, XmaIII y NruI, y dentro del gen de resistencia a
ampicilina hay sitios de restricción únicos para las enzimas RruI, PvuI, y PstI. Si se
introduce un pBR322 en una célula bacteriana sin plásmidos y sensible a antibióticos,
la célula se convertirá en resistente a la tetraciclina y a la ampicilina. Si se inserta un
fragmento de DNA en los sitios de restricción RruI, PvuI, o PstI, se inactivará el gen de
resistencia a ampicilina, pero el gen de resistencia a tetraciclina seguirá activo. Si este
plásmido recombinante se transfiere a una célula bacteriana que no contenga
plásmidos, las células que contengan el plásmido recombinante podrán identificarse, ya
que serán resistentes a tetraciclina y sensibles a ampicilina.
FIGURA 6. El plásmido pUC18 ofrece varias ventajas como vector de clonación. Debido a su pequeño
tamaño, puede aceptar fragmentos de DNA relativamente grandes; se replica hasta un alto número de
copias y tiene un gran número de sitios de restricción en el sitio de clonación múltiple, localizado dentro
del gen lacZ. Las bacterias que contienen pUC18 producen colonias de color azul si crecen en un medio
que contenga X-gal. El DNA insertado en el sitio de clonación múltiple interrumpe el gen lacZ, resultando
en colonias blancas, lo que permite la identificación directa de las colonias que tienen insertos de DNA
clonados.
Con el paso del tiempo se han desarrollado vectores plasmídicos más
sofisticados, que ofrecen diversas características útiles. Uno de estos plásmidos, que
deriva de pBR322, es el pUC18 (Figura 6), que tiene las siguientes características:
1. El plásmido tiene la mitad de tamaño que pBR322, lo que permite insertar
fragmentos de DNA más largos.
2. PUC18 se replica produciendo unas 500 copias por célula, lo que significa unas 5 ó
10 veces más que las que produce pBR322.
3. Tiene un gran número de sitios de restricción únicos, agrupados en una región
denominada sitio de clonación múltiple (polylinker).
4. El plásmido contiene como marcador, un fragmento de un gen bacteriano
denominado lacZ, que codifica para la enzima β–galactosidasa involucrada en el
metabolismo de los azúcares. El sitio de clonación múltiple está insertado dentro de
ori

8
este fragmento del gen. En este sistema, las células bacterianas que contienen
pUC18 forman colonias de color azul cuando crecen en un medio que contiene una
sustancia denominada X-gal. Si hay DNA insertado en el sitio de clonación múltiple,
se interrumpe el gen lacZ y se forman colonias blancas. Las colonias blancas,
resistentes a ampicilina, contienen plásmidos con DNA insertado.
Los bacteriófagos lambda y M13
Lambda es un bacteriófago muy utilizado en experimentos de DNA
recombinante. Se han identificado y cartografiado todos los genes de lambda, y se
conoce toda la secuencia nucleotídica de su genoma. El tercio central de su
cromosoma es prescindible, y puede reemplazarse por DNA exógeno sin afectar la
capacidad del fago para infectar células y formar calvas (Figura 7). Se han desarrollado
más de 100 vectores basados en el fago lambda, eliminado diversas porciones del
grupo génico central. Para clonar utilizando el vector lambda, se corta el DNA del fago
con una enzima de restricción (por ejemplo, EcoRI), lo que produce un brazo izquierdo,
un brazo derecho y una región central. Se aíslan los brazos y se ligan (utilizando la
DNA ligasa) a un segmento de DNA obtenido tras cortar DNA genómico con la misma
enzima de restricción (en este ejemplo EcoRI).
Las moléculas recombinantes resultantes pueden introducirse en células
huésped bacterianas de dos maneras:
a) Por transformación. Una vez en las células huésped, se replican generando
fagos infectivos, llevando cada uno de ellos el inserto de DNA.
b) Por infección , se mezcla el DNA de lambda que contiene el inserto con los
componentes proteicos del fago (cabezas y colas); de esta mezcla se forman partículas
fágicas infectivas (empaquetamiento “in vitro”). Los fagos pueden amplificarse
haciéndose crecer en placas sembradas con bacterias, donde se formarán calvas, o
bien infectando células en un medio líquido y recogiendo las células lisadas.
También se utilizan otros bacteriófagos como vectores, entre los que se
destaca el fago de cadena sencilla M13. Cuando M13 infecta a una célula bacteriana,
la cadena sencilla (cadena +) se replica y produce una molécula de doble cadena
denominada forma replicativa (RF). Las moléculas RF pueden considerarse similares
a los plásmidos, pudiéndose insertar DNA exógeno en sitios de restricción únicos
presentes en el DNA del fago. Cuando se reinsertan en células bacterianas, las
moléculas RF se replican y producen cadenas sencillas (+), en las que hay una cadena
del DNA insertado. La célula hace salir los clones de DNA de cadena sencilla que
produce M13, que pueden recuperarse y utilizarse directamente para su
secuenciación, o como molde para alteraciones mutacionales de la secuencia clonada.
Los cósmidos y los vectores transbordadores
Los cósmidos son vectores híbridos construidos utilizando partes del
cromosoma del fago lambda y de DNA plasmídico. Los cósmidos contienen la
secuencia cos del fago lambda, necesaria para el empaquetamiento del DNA del fago
dentro de su cubierta proteica, y secuencias plasmídicas de replicación (ori) y de
genes de resistencia a antibióticos, que permiten identificar las células huésped que los
contienen (Figura 8). El DNA de los cósmidos que contienen insertos de DNA se
empaqueta en la cápside proteica de lambda para formar partículas fágicas infectivas.

9
FIGURA 7. Pasos en la clonación utilizando el fago lambda como vector. Se extrae el DNA de una
preparación de fago lambda y se elimina el grupo central de genes por tratamiento con una enzima de
restricción. El DNA a clonar se corta con la misma enzima y se liga entre los brazos del cromosoma de
lambda. Luego se empaqueta el cromosoma recombinante dentro de las proteínas del fago para formar
un virus recombinante. Este virus puede infectar células bacterianas y replicar su cromosoma, incluido el
inserto de DNA.
Una vez que el cósmido entra en la célula huésped se replica como un
plásmido. Puesto que la mayoría del genoma lambda se ha delecionado, los cósmidos
pueden transportar insertos de DNA mucho más grandes que los que lambda puede
llevar. Los cósmidos pueden transportar casi 50kb de DNA insertado; los vectores
fágicos pueden acomodar insertos de DNA de unas 15 kb, y los plásmidos
generalmente están limitados a insertos de 5- 10 kb.
Existen otros vectores híbridos, construidos con orígenes de replicación
provenientes de distintas fuentes (por ejemplo, plásmidos y virus animales como
SV40), que pueden replicarse en más de un tipo de célula huésped. Generalmente,
estos vectores transbordadores contienen marcadores genéticos que permiten su
selección en los dos sistemas huésped, y pueden utilizarse para transportar insertos de
DNA entre E. coli y otras células huésped como levadura y viceversa.
A menudo, estos vectores se emplean para investigar la expresión génica.

10
FIGURA 8. El cósmido pJB8 contiene un origen de replicación bacteriano (ori), un solo sitio cos (cos), un
gen de resistencia a ampicilina (amp), para seleccionar las colonias que han incorporado el cósmido, y
una región que contiene cuatro sitios de restricción para la clonación (BamHI, EcoRI, Clal y Hind III).
Puesto que el vector es pequeño (5,4 kb de longitud), puede aceptar segmentos de DNA exógeno de 33
a 46 kb de longitud. El sitio cos permite que el cósmido que contenga un inserto grande se empaquete
con proteínas de cubierta vírica de lambda como si fuesen cromosomas víricos. Las cubiertas víricas
que contienen un cósmido pueden utilizarse para infectar células huésped adecuadas, y el vector que
transporta el inserto de DNA se transferirá a la célula huésped por infección. Una vez dentro, la
secuencia ori permite que el cósmido se replique como un plásmido bacteriano.
Cromosomas artificiales bacterianos
FIGURA 9. Cromosoma artificial bacteriano (BAC). El sitio de clonación múltiple tiene diversos sitios de
restricción únicos para la inserción de DNA exógeno. Las flechas marcadas como T7 y Sp6 son regiones
promotoras que permiten la expresión de los genes clonados entre estas regiones.
Para cartografiar y analizar genomas eucarióticos complejos, se ha

11
desarrollado un vector multiuso denominado cromosoma artificial bacteriano (BAC)
basado en el factor F de bacterias. Este factor es un plásmido que se replica
independientemente y que está implicado en la transferencia de información genética
durante la conjugación bacteriana. Puesto que los factores F pueden transportar
fragmentos del cromosoma bacteriano de hasta 1 Mb, han sido diseñados para que
funcionen como vectores de DNA eucariótico. Los vectores BAC tienen los genes de
replicación y de número de copia del factor F, e incorporan un marcador de resistencia
a un antibiótico y sitios de restricción para insertar el DNA exógeno que se desee
clonar. Además, el sitio de clonación está flanqueado por regiones promotoras que
pueden utilizarse para generar moléculas de RNA y expresar así el gen clonado, o para
utilizarlas como sonda para paseo cromosómico, y para secuenciar el DNA del inserto
clonado (Figura 9).
FIGURA 10. Resumen de los pasos seguidos en la clonación de un vector plasmídico. Los vectores
plasmídicos se aíslan y se cortan con una enzima de restricción. El DNA a clonar se corta con la misma
enzima de restricción, produciendo una colección de fragmentos. Estos fragmentos se reparten entre los
vectores y se transfieren a huéspedes bacterianos para su replicación. Las células bacterianas que
contienen plásmidos pueden identificarse por crecimiento en un medio selectivo, y pueden aislarse. El
DNA clonado puede recuperarse del huésped bacteriano para nuevos análisis.
Clonación de DNA en E. coli
Para replicar el DNA clonado se pueden utilizar distintos tipos de células
huésped. Uno de los huéspedes más utilizados es la cepa de laboratorio K12 de E. coli.
Ésta y otras cepas de E. coli se utilizan como huéspedes ya que están bien
caracterizadas genéticamente y pueden aceptar un amplio espectro de vectores,
incluyendo los plásmidos, los fagos y los cósmidos.
Para crear moléculas de DNA recombinante se precisan varios pasos (Figura
10). Si se utiliza un plásmido como vector, el procedimiento es el siguiente:
1. El DNA que se va a clonar se aísla y se trata con una enzima de restricción para

12
crear fragmentos que acaben en secuencias específicas.
2. Estos fragmentos se ligan a moléculas de plásmido que han sido cortadas con la
misma enzima de restricción, obteniéndose un vector recombinante.
3. El vector recombinante se transfiere a células huésped bacterianas,
generalmente por transformación, un proceso en el que las moléculas de DNA
atraviesan la membrana de la célula huésped transfiriéndose a su interior.
4. La célula huésped se hace crecer en una placa de cultivo, donde formará
colonias. Puesto que las células de cada una de las colonias provienen de una
sola célula inicial, todas las células de la colonia, y los plásmidos que contienen,
son genéticamente idénticas, o clones. Se rastrean las colonias para identificar
las que han incorporado el plásmido recombinante.
Se utilizan varios métodos para seleccionar las colonias que contienen
plásmidos con el inserto de DNA. Este proceso se denomina rastreo (o cribado). Para
vectores como pBR322, el rastreo es un proceso que consiste en dos etapas. Por
ejemplo, si el DNA que se desea clonar se inserta dentro del gen de resistencia a
tetraciclina, este gen se inactivará. Después de transformar células huéspedes con el
plásmido recombinante, éstas se hacen crecer en placas de cultivo que contienen el
antibiótico ampicilina (Figura 11). Todas las células que hayan incorporado un plásmido
(con o sin inserto) crecerán y formarán colonias, mientras que las células que no lo
hayan incorporado morirán ya que son sensibles a la ampicilina.
En el segundo paso, se identifican las colonias que contiene plásmidos con el
inserto de DNA. En este paso, se transfieren las colonias de la placa que contiene
ampicilina a una placa que contiene tetraciclina, debido a que el inserto ha inactivado el
gen de resistencia a tetraciclina. Entonces, el patrón de colonias de la placa con
tetraciclina se compara con el de la placa con ampicilina, y se identifica las colonias de
la placa con ampicilina que no han crecido en la placa con tetraciclina. Las células de
estas colonias contienen vectores con el inserto de DNA, y se transfieren a un medio
de crecimiento para nuevos análisis.
FIGURA 11. Selección de colonias que contienen un vector plasmídico que tiene dos genes de
resistencia a antibióticos, uno para tetraciclina y otro para ampicilina. En este experimento, la
presencia del inserto de DNA en el plásmido inactivará el gen de resistencia de tetraciclina.

13
Otros vectores, como pUC18, tienen construcciones que producen colonias
azules cuando están en células bacterianas sembradas en un medio que contiene una
sustancia denominada X-gal. Los sitios de restricción del sitio de clonación múltiple de
pUC18 están dentro del gen lac, el gen responsable de la capacidad de formar colonias
azules, y la inserción de DNA en el sitio de clonación múltiple interrumpe esta
capacidad. Como se ha expuesto anteriormente, los plásmidos que contienen los
segmentos de DNA insertados producen colonias blancas, mientras que los que no
tienen insertos producen colonias azules.
De igual modo, los fagos que contengan DNA exógeno también pueden
utilizarse para infectar células huésped de E. coli, y cuando se siembran en un medio
sólido, cada una de las calvas resultantes representa los descendientes clonados de un
solo fago inicial. Los cósmidos infectan a las células bacterianas como los fagos, pero
luego se replican como los plásmidos dentro de la célula huésped. Las células que
contiene cósmidos con DNA clonado pueden identificarse y recuperarse de la misma
manera que los plásmidos.
Clonación en huéspedes eucarióticos
Hemos descripto la utilización de E. coli como huésped para la clonación.
También pueden utilizarse otras especies de bacterias como huéspedes, como B.
subtilis y Streptomyces. Estos sistemas huésped bacterianos y sus vectores son
parecidos a los descriptos para E. coli. Sin embargo, para estudiar la expresión y
regulación de los genes eucarióticos, a menudo es conveniente e incluso necesario
utilizar huéspedes eucarióticos. En esta sección describiremos sistemas de clonación
que utilizan células eucarióticas como huéspedes.
Vectores de levadura
Aunque la levadura es un organismo eucariótico, puede manipularse y crecer
de manera parecida a las células bacterianas. Además, la genética de las levaduras se
ha investigado exhaustivamente, lo que ha proporcionado un gran catálogo de
mutaciones y unos mapas genéticos altamente detallados de sus cromosomas. En
levadura hay un plásmido de origen natural, denominado plásmido 2 micras (o
plásmido 2 µ), que se ha utilizado para construir varios vectores de clonación para
levadura. Combinando secuencias de plásmidos bacterianos con plásmidos 2 micras,
se pueden producir vectores con muchas propiedades útiles.
Cromosomas artificiales de levadura
Un segundo tipo de vectores de levadura es el cromosoma artificial de
levadura (YAC, del inglés yeast artificial chromosome). De tipo lineal, un YAC contiene
telómeros de levadura en cada extremo, un origen de replicación (denominado
secuencia de replicación autónoma o ARS), y un centrómero de levadura que permite
la distribución del YAC replicado a las células hijas durante la división celular. El YAC
también contiene un marcador de selección en cada brazo (TRP1 y URA3), y un grupo
de sitios de restricción únicos para insertar DNA (Figura 12).
En los YAC pueden insertarse segmentos de DNA de más de 1 megabase de
longitud (1 Mb= 106
pares de bases). La capacidad de clonar grandes trozos de DNA
en estos vectores los han convertido en herramientas importantes para construir mapas
físicos de genomas eucarióticos, incluyendo el genoma humano. Muchas de las
investigaciones del proyecto Genoma Humano dependen de la utilización de vectores
YAC.

14
FIGURA 12. Clonación de un cromosoma artificial de levadura (YAC). El cromosoma contiene
secuencias teloméricas (TEL) provenientes de un protozoo ciliado, Tetrahymena, un centrómero (CEN),
y un origen de replicación (ARS). Estos elementos dan al vector de clonación las propiedades de un
cromosoma. TRP1 y URA3 son genes de levadura que son marcadores de selección para los brazos
izquierdo y derecho del cromosoma respectivamente. Cerca del centrómero hay una región que contiene
varios sitios de restricción. Si se corta esta región con una enzima de restricción se rompe el cromosoma
en dos brazos. El DNA a clonar se trata con la misma enzima, produciendo una colección de fragmentos.
Los brazos y los fragmentos pueden ligarse juntos, y el cromosoma artificial puede insertarse en células
huésped de levadura. Como los cromosomas de levadura son grandes, el cromosoma artificial puede
aceptar insertos de hasta varios millones de pares de bases (Mb= megabases).
Aunque la clonación en levaduras es el sistema actual de huésped eucariótico
más avanzado, también se están desarrollando otros huéspedes fúngicos. Además,
otros sistemas huésped eucarióticos, entre los que se incluyen cultivos tisulares de
células de plantas y de mamíferos, son muy prometedores.
Construcción de bibliotecas de DNA
Puesto que cada segmento de DNA clonado es relativamente pequeño, deben
construirse muchos clones diferentes para incluir todas las pequeñas porciones del
genoma de un organismo. El conjunto clonado de todas las secuencias genómicas de
un solo individuo se denomina biblioteca. Las bibliotecas clonadas pueden provenir del
genoma completo de un individuo, del DNA de un solo cromosoma, o del conjunto de
genes transcripcionalmente activos en un único tipo celular.

15
Bibliotecas genómicas
Las bibliotecas genómicas (o genotecas) suelen construirse utilizando vectores
fágicos, que pueden contener grandes fragmentos cromosómicos. Para preparar una
biblioteca en el fago lambda, se corta el DNA de lambda con una enzima de restricción
para eliminar el grupo génico central (Véase la figura 7). El DNA genómico que se
desea clonar se corta con la misma enzima, y se purifican los fragmentos cortados de
tamaño óptimo para el empaquetamiento (de 15 a 17kb) mediante electroforesis en gel
o por centrifugación. Estos fragmentos de DNA se ligan con los brazos del cromosoma
de lambda para formar la biblioteca.
En una biblioteca genómica están representados todos los genes de un
organismo. La biblioteca es un medio para recuperar cualquier gen del genoma del
organismo, pudiéndose estudiar con detalle junto con sus secuencias reguladoras
adyacentes. Teóricamente, una biblioteca genómica contiene al menos una copia de
todas las secuencias representadas en el genoma. Sin embargo, cada molécula de
vector puede contener sólo relativamente pocas kilobases de DNA insertado, por lo que
una de las primeras tareas al preparar una biblioteca genómica es seleccionar el vector
más adecuado para contener el genoma completo en el menor número posible de
clones. El número de clones necesarios para contener todas las secuencias de un
genoma depende del tamaño medio de los insertos clonados y del tamaño del genoma
a clonar. Este número puede calcularse con la siguiente fórmula:
N= ln ( 1-P)
ln ( 1- ƒ )
Donde N es el número de clones necesarios, P es la probabilidad de recuperar
una secuencia determinada, y ƒ representa la fracción del genoma presente en cada
clon.
Suponga que deseamos preparar una biblioteca del genoma humano utilizando
como vector el fago lambda. El genoma humano tiene 3,0 x 106
kb; si el tamaño medio
de los insertos clonados en el vector es 17 kb, y queremos tener una probabilidad del
99 % (P=0,99) de que cualquier gen humano esté representado al menos en una copia,
precisaremos una biblioteca de unos 8,1x 105
fagos (donde f= 1,7 x104
/3,0 x 109
). Si
hubiésemos seleccionado a pBR322 como vector, con una tamaño medio de insertos
de 5 kb, la biblioteca necesitaría contener varios millones de clones.
Bibliotecas cromosómicas
Una biblioteca construida a partir de una fracción subgenómica, como un
cromosoma, puede ser muy valiosa para seleccionar genes específicos y para
examinar la organización del cromosoma. Por ejemplo, se aisló por microdisección un
pequeño segmento del cromosoma X de Drosophila correspondiente a una región de
unas 50 bandas politénicas. Se extrajo el DNA de este fragmento cromosómico, se
cortó con una endonucleasa de restricción y se clonó con un vector lambda. Esta
región del cromosoma contiene los genes white, zeste y Notch, así como el sitio original
de un elemento transponible que puede transponer un segmento cromosómico a más
de un centenar de otros loci. Aunque puede ser técnicamente difícil, este procedimiento
produce una biblioteca que contiene sólo los genes que nos interesan y sus secuencias
adyacentes.
Las bibliotecas provenientes de cromosomas individuales humanos se han
preparado utilizando una técnica conocida como citometría de flujo. En esta técnica,

16
los cromosomas de células mitóticas se tiñen con dos colorantes fluorescentes, uno
que se une a los pares A-T y otro a los pares G-C. Los cromosomas teñidos pasan por
un rayo láser que estimula la fluorescencia, y un fotómetro clasifica y fracciona los
cromosomas según las diferencias de unión de los colorantes y de dispersión de la luz
(Figura 13). Utilizando esta técnica, los National Laboratories de Los Alamos y
Lawrance-Berkeley han preparado bibliotecas de cada unos de los cromosomas
humanos. Esto ha facilitado enormemente el cartografiado y el análisis de cromosomas
individuales como parte del Proyecto Genoma Humano.
Una modificación de la electroforesis conocida como electroforesis de campo
pulsátil se ha utilizado para aislar cromosomas de levadura con el fin de construir
bibliotecas cromosómicas de este organismo. El aislamiento y la construcción de
bibliotecas del cromosoma III de levadura (315 kb) fue el punto de partida para la
formación de un consorcio de 35 laboratorios para determinar la secuencia nucleotídica
de este cromosoma. Uno de los resultados inesperados de este proyecto fue el
descubrimiento de que aproximadamente la mitad de las secuencias codificantes de
proteínas de este cromosoma eran desconocidas. Para muchos genetistas, fue difícil
aceptar que los métodos convencionales de mutagénesis sistemática y de
cartografiado de genes no fuesen tan eficientes como pensaban. Sin embargo, este
descubrimiento se confirmó y se amplió en 1994 con la publicación del cromosoma XI
(664 kb), y en 1996 con la secuenciación del resto del genoma de levadura. Estos
resultados indican que las bibliotecas cromosómicas pueden utilizarse para acceder a
los loci génicos a los que los métodos convencionales como la mutagénesis y el
análisis genético no han podido acceder, o de los que no se dispone o no se conocen
otras sondas como el mRNA o los productos génicos.
Además, las bibliotecas cromosómicas proporcionan un medio para investigar
la organización molecular y la secuencia nucleotídica en una región definida del
genoma.
FIGURA 13. Cada cromosoma humano tiene un perfil característico como resultado de la absorción de
colorantes fluorescentes. Basado en esta fluorescencia diferencial, se pueden separar los cromosomas
mediante clasificación por citometría de flujo.

17
Bibliotecas de cDNA
Se puede construir una biblioteca que represente los genes que se están
transcribiendo en una célula eucariótica en un momento dado, utilizando el mRNA
aislado de esa célula. Casi todas las moléculas de mRNA eucariótico tiene una cola de
poli-A en su extremo 3’. Primero, se hibrida la población de moléculas de mRNA que
tienen colas de poli-A 3’ con oligo-dT (DNA corto de cadena sencilla formado sólo por
dexositimidina) (Figura 14) . La secuencia de oligo-dT híbrida con la cola de poli –A, y
sirve de cebador para la síntesis de una cadena complementaria de DNA utilizando la
enzima retrotranscriptasa. Esta enzima es una DNA polimerasa dependiente de RNA
que copia un molde de RNA de cadena sencilla en un DNA de cadena sencilla. El
resultado es un dúplex RNA-DNA de doble cadena. La cadena de RNA se elimina
tratándola con la enzima ribonucleasa H. Entonces, la cadena sencilla de DNA se
utiliza como molde para sintetizar la cadena complementaria de DNA, utilizando la DNA
polimerasa I. El extremo 3’ de la cadena sencilla de DNA se dobla sobre sí mismo
formando una horquilla (un lazo), por lo que puede servir de cebador para sintetizar la
segunda cadena. El resultado es un DNA dúplex con las cadenas unidas por un
extremo. La horquilla puede abrirse utilizando nucleasa S1, obteniéndose una molécula
de DNA de doble cadena (denominada DNA complementario o cDNA), cuya
secuencia nucleotídica deriva de una molécula de RNA.
FIGURA 14. Producción de cDNA a partir de mRNA. Puesto que muchos mRNA eucarióticos tienen una
cola poli-adenilada de longitud variable (An) en su extremo 3’, un oligonucleótido poli-dT corto puede
hibridarse a ella. El poli-dT actúa de cebador de la enzima retrotranscriptasa, que utiliza al mRNA como
molde para sintetizar una cadena de DNA complementaria. Se forma una horquilla característica al
terminarse la síntesis de la cadena de DNA. Se elimina el mRNA por tratamiento alcalino del complejo, y
se utiliza la DNA polimerasa para sintetizar la segunda cadena de DNA. La nucleasa SI se utiliza para
abrir la horquilla; el resultado es una molécula de cDNA de doble cadena que puede clonarse en un
vector adecuado, o utilizarse como sonda para rastrear una biblioteca.
Si se añade un trozo corto de DNA con sitios de restricción en cada uno de sus

18
extremos, el cDNA puede clonarse. Este sitio de clonación puede cortarse con la
enzima de restricción adecuada, produciendo extremos pegajosos, lo que permite que
el cDNA se inserte en el sitio de restricción de un vector plasmídico o fágico.
Una biblioteca de cDNA es diferente de una biblioteca genómica ya que
representa sólo un subconjunto de todos los genes del genoma. Otra diferencia es que
las bibliotecas de cDNA no contienen las secuencias promotoras adyacentes al gen, ni
tampoco contienen las secuencias intercaladas o intrones, ya que éstos han sido
eliminados del pre-mRNA durante la reacción de corte y empalme y no se encuentran
en el mRNA maduro.
Las bibliotecas de cDNA utilizan mRNA como punto de partida, de manera que
sólo representan a las secuencias que se están expresando en un tipo celular, en un
tejido, o en un estadio concreto del desarrollo embrionario. La decisión de construir una
biblioteca genómica o de cDNA depende del problema planteado. Si se está interesado
en un gen particular, podría ser más fácil preparar una biblioteca de cDNA del tejido en
el que se expresa dicho gen. Por ejemplo, los glóbulos rojos producen grandes
cantidades de hemoglobina, y la mayoría del mRNA de estas células es mRNA de la β-
globina. Una biblioteca de cDNA preparada utilizando mRNA aislado de glóbulos rojos
permite aislar con facilidad un gen de la globina. Si nos interesasen las secuencias
reguladoras adyacentes al gen de la globina, necesitaríamos construir una biblioteca
genómica, ya que estas secuencias reguladoras no se encuentran en el mRNA de la
globina, y por lo tanto no estarían representadas en la biblioteca de cDNA.
Identificación de secuencias clonadas específicas
Una biblioteca genómica puede contener varios cientos de miles de clones. El
problema ahora es identificar y seleccionar sólo el clon o clones que contienen el gen
que nos interesa, y determinar si un clon determinado contiene todo el gen o sólo una
parte de él. Hay varias maneras de hacerlo, y la elección depende de las circunstancias
y de la información disponible. Los métodos que se describen a continuación utilizan
diversos enfoques para encontrar una secuencia específica de DNA en una biblioteca.
Sondas para rastrear clones específicos
Muchos de los protocolos utilizan una sonda para rastrear la biblioteca e
identificar el clon que contiene el gen de interés. A menudo, las sondas son
polinucleótidos radioactivos que contienen una secuencia de bases complementaria a
todo o parte del gen de interés. Otros métodos utilizan sondas que dependen de
reacciones químicas o colorimétricas para indicar la localización de un clon específico.
Las sondas pueden provenir de distintas fuentes; genes relacionados aislados de otras
especies pueden servir de sonda si la secuencia se ha conservado suficientemente.
Por ejemplo, se aislaron copias extracromosómicas de genes ribosómicos de la rana
Xenopus laevis por centrifugación, se cortaron con enzimas de restricción, y se
clonaron en vectores plasmídicos. Como las secuencias de los genes ribosómicos se
han conservado enormemente durante la evolución de los eucariotas, estos genes
clonados de Xenopus se marcaron con radioisótopos y se utilizaron como sonda para
aislar los genes ribosómicos humanos de una biblioteca genómica.
Si el gen que se quiere seleccionar de la biblioteca es transcripcionalmente
activo en determinados tipos celulares, se puede utilizar una sonda de cDNA para
encontrarlo. Esta técnica es especialmente útil cuando puede obtenerse el mRNA
purificado o enriquecido. Como se ha citado anteriormente, el mRNA de la β-globina es
el RNA mensajero predominante en determinados estadios del desarrollo de los

19
glóbulos rojos. Para hacer una sonda, se aísla el mRNA de estas células, se purifica, y
se copia con la retrotranscriptasa en una molécula de cDNA. Este cDNA puede
utilizarse como sonda para recuperar el gen de la β-globina de una biblioteca
genómica, incluyendo los intrones y las regiones de control adyacentes.
Un enfoque diferente para generar sondas utiliza una técnica denominada
genética reversa. Este método va de la proteína al gen. Si se dispone del producto
proteico del gen, y se conoce parte de su secuencia aminoacídica, puede construirse
una sonda polinucleotídica. Teniendo la secuencia de aminoácidos, puede deducirse la
secuencia nucleotídica que los codifica (Figura 15). Debido a que el código genético es
degenerado (un aminoácido puede estar especificado por hasta seis codones), hay
varias secuencias nucleotídicas posibles. En el ejemplo de la Figura 15, ocho diferentes
oligonucleótidos pueden codificar la secuencia aminoacídica. Se sintetiza
químicamente cada uno de estos oligonucleótidos utilizando nucleótidos radioactivos.
Para identificar el clon que codifica el gen de interés se utiliza una mezcla de estas
sondas. Obsérvese que no es preciso saber la secuencia aminoacídica completa de la
proteína ni sintetizar una secuencia nucleotídica del gen completo. Normalmente, un
oligonucleótido de unos 18 a 21 nucleótidos, equivalentes a 6 o 7 aminoácidos, es
suficiente para producir una sonda.
FIGURA 15. Proceso de traducción reversa. La secuencia codificante del DNA puede deducirse de la
secuencia aminoacídica de una pequeña parte de la proteína. En este ejemplo, dos aminoácidos (trp y
met) tiene sólo un codón cada uno. Otros tres (lys, his y tyr) están codificados por dos codones. El sexto
aminoácido (gly) está codificado por codones que incluyen todas las combinaciones de bases en la
tercera posición. Para este fragmento proteico, ocho secuencias codificantes comprenden todas las
posibles combinaciones. La secuencia codificante exacta del gen debe ser una de estas ocho. Utilizando
como sonda una mezcla radioactiva de estas secuencias, se puede rastrear una biblioteca clonada para
aislar el gen estructural para la proteína completa.

20
FIGURA 16. Rastreo de una biblioteca de plásmidos para recuperar una gen clonado.

21
Rastreo de una biblioteca
Para rastrear una biblioteca construida en plásmidos, se hacen crecer los
clones en placas de cultivo, formándose cientos o miles de colonias (Figura 16). Se
hace una réplica de las colonias de la placa poniendo sobre su superficie un filtro de
nitrocelulosa o de nailon, de manera que algunas células bacterianas de las colonias se
transfieran al filtro. Éste se trata para lisar las bacterias, se desnaturaliza el DNA de
doble cadena que se convierte en cadena sencilla, y finalmente dichas cadenas se
unen al filtro.
Las réplicas de las colonias del filtro se rastrean incubando el filtro con la sonda
de ácido nucleico. Este método precisa que se conozca parte de la secuencia del gen o
del DNA que se está rastreando. Si se utiliza una sonda radioactiva para rastrear la
biblioteca, la sonda de DNA se desnaturaliza para formar moléculas de cadena sencilla
y se añade a la solución en la que el filtro está sumergido. Si la secuencia de la sonda
es complementaria a cualquiera de las secuencias clonadas de las colonias, se formará
un híbrido DNA – DNA entre la sonda y el inserto. Después de lavar la sonda no unida,
se cubre el filtro con un trozo de película fotográfica. Si la sonda es complementaria al
DNA de una de las colonias lisadas, la radioactividad con que está marcada
impresionará parte de la película, y la colonia hibridada se identificará como una
mancha oscura en la película revelada. Esta colonia puede recuperarse de la placa
inicial, y el DNA clonado que lleva puede utilizarse para nuevos experimentos. Las
sondas no radioactivas utilizan métodos quimioluminiscentes o colorimétricos para
detectar el clon (o clones) de interés.
Para rastrear una biblioteca construida en fagos, se utiliza un método
ligeramente diferente denominado hibridación de calvas. Se siembra una solución del
fago que lleva el inserto de DNA en una placa en la que está creciendo un césped de
bacterias. Entonces el fago se replica, formando calvas, que aparecen en la placa
como manchas claras. Cada calva representa la progenie de un solo fago, es decir son
clones del fago. Las calvas de los fagos son mucho más pequeñas que las colonias de
bacterias, por lo que pueden obtenerse mucho más calvas creciendo en una misma
placa. En consecuencia, se pueden rastrear más calvas en un solo filtro, lo que hace a
este método mucho más eficiente para el rastreo de bibliotecas genómicas de gran
tamaño.
Paseo cromosómico
En algunos casos, cuando se conoce la localización aproximada de un gen, es
posible clonar dicho gen clonando primero las secuencias vecinas. A menudo, las
secuencias vecinas se identifican por análisis de ligamiento. Estas secuencias sirven
de punto de partida para el paseo cromosómico, el aislamiento de clones adyacentes
de la biblioteca genómica. En un paseo cromosómico, se subclona el fragmento final
del DNA clonado, y se utiliza como sonda para recuperar clones solapados de la
biblioteca genómica (Figura 17). Los clones solapados se analizan por cartografía de
restricción para determinar la extensión del solapamiento. Un fragmento de uno de los
extremos de este clon solapante se utiliza como sonda para recuperar un nuevo
conjunto de clones solapados, repitiéndose el proceso de análisis. De esta manera, es
posible ”pasear” por el cromosoma, clon a clon. El gen en cuestión puede identificarse
secuenciando los nucleótidos del clon recuperado y buscando un marco de lectura
abierto (ORF), una secuencia de nucleótidos que empieza con un codón de iniciación y
que tiene una serie de codones que codifican aminoácidos, seguido de uno o más
codones de terminación. Aunque es laborioso y lento, el paseo cromosómico se ha
utilizado para recuperar genes asociados a enfermedades genéticas humanas; los
genes de la fibrosis quística y de la distrofia muscular se aislaron con esta técnica.

22
FIGURA 17. En el paseo cromosómico se conoce la localización aproximada del gen a clonar.
En los complejos genomas eucarióticos, hay varias limitaciones al paseo
cromosómico. Si una sonda contiene una secuencia repetitiva, hibridará con muchos
otros clones de la biblioteca genómica, muchos de los cuales no serán fragmentos
adyacentes, terminándose el paseo. En estos casos puede utilizarse una técnica
relacionada denominada salto cromosómico, que pasa por alto la región que contiene
secuencias repetitivas y continua el paseo.
Métodos de análisis de las secuencias clonadas
La identificación y recuperación de secuencias de DNA clonadas especificas es
una herramienta poderosa para analizar la estructura y la función de los genes. Las
técnicas que se describen a continuación se utilizan para responder a preguntas
experimentales de la organización y de la expresión de las secuencias clonadas.
Cartografía de restricción
Un mapa de restricción es la recopilación del número, del orden y de la
distancia entre los sitios de corte de enzimas de restricción en un segmento clonado de
DNA. Las unidades de mapa se expresan en pares de bases (pb) o, para largas
distancias, en pares de kilobases (kb). Los mapas de restricción proporcionan

23
información que puede utilizarse para subclonar fragmentos de un gen, o bien para
comparar la organización de un gen y de su cDNA con el fin de identificar los exones y
los intrones en la copia genómica del gen.
Los fragmentos generados tras cortar el DNA con enzimas de restricción
pueden separarse mediante electroforesis en gel, método que separa los fragmentos
por su tamaño, y en el que los fragmentos más pequeños se mueven más rápidamente.
Los fragmentos aparecen como una serie de bandas que pueden visualizarse tiñendo
el DNA con bromuro de etidio e iluminándolo con luz ultravioleta (Figura 18). El tamaño
de los fragmentos individuales puede determinarse corriendo un conjunto de
fragmentos marcadores de tamaño conocido en otro carril del mismo gel.
FIGURA 18. Gel de agarosa que contiene fragmentos separados de DNA, teñidos con un colorante
(bromuro de etidio) y visualizados mediante iluminación ultravioleta.
La Figura 19 muestra los pasos que deben seguirse para construir el mapa de
restricción de un segmento de DNA clonado que contiene sitios de corte para dos
enzimas de restricción. Para construir el mapa, empecemos con una segmento de DNA
clonado de 7 kb de longitud. Tres muestras del DNA clonado se digieren con enzimas
de restricción: una con HindIII; otra con SalI; y la última con las dos enzimas
nombradas. Los fragmentos generados por la digestión con las enzimas de restricción
se separan por electroforesis. El tamaño de estos fragmentos se estima por
comparación con un conjunto de patrones de tamaño separados electroforéticamente
en carriles adyacentes del mismo gel. Para construir el mapa, se analizan los
fragmentos generados con las enzimas de restricción.
1. Cuando el DNA se corta con HindIII, se producen dos fragmentos, uno de 0,8 kb
y otro de 6,2 kb, indicando que sólo hay un sitio de restricción para esta enzima (y que
está localizado a 0,8 kb de uno de los extremos).
2. Cuando el DNA se corta con SalI, se producen dos fragmentos, uno de 1,2 kb y
otro de 5,8 kb, lo que significa que hay un único sitio de restricción localizado a 1,2 kb
de uno de los extremos.
En conjunto, estos resultados muestran que hay un sitio de restricción para
cada enzima, pero se desconoce la relación existente entre estos dos sitios. Con esta
información, hay dos mapas posibles. En un modelo, el sitio HindIII está a 0,8 kb de
uno de los extremos (modelo I), y el sitio SalI está a 1,2 kb del mismo extremo. En el
modelo alternativo (modelo 2), el sitio HindIII está localizado a 0,8 kb de un extremo, y
el sitio SalI está localizado a 1,2 kb del otro extremo.
El modelo correcto puede determinarse si se consideran los resultados de la
digestión de ambas enzimas, HindIII y SalI. El modelo 1 predice que la digestión con

24
ambas enzimas generará tres fragmentos de 0,4, 0,8 y 6,2 kb; ambas enzimas
generarán tres fragmentos de 0,8, 1,2 y 5 kb. El patrón real de fragmentos observado
después de la digestión con ambas enzimas indica que el modelo correcto es el modelo
1 (Figura 19).
En la mayoría de los casos, la cartografía de restricción es más compleja e
implica un mayor número de enzimas y un mayor número de sitios para cada enzima.
Los mapas de restricción proporcionan una manera importante de caracterizar un
segmento de DNA, y pueden construirse sin tener ninguna información de la capacidad
codificadora ni de la función del DNA cartografiado. Junto con otras técnicas, el
cartografiado de restricción puede utilizarse para definir los extremos de un gen, y
proporciona una manera de diseccionar la organización molecular de un gen y de sus
regiones flanqueantes. El cartografiado también puede servir de punto de partida para
analizar un gen intacto de segmentos clonados de DNA, y proporciona una manera de
localizar sitios de mutación en los genes.
Los mapas de restricción también pueden utilizarse para refinar los mapas
génicos. En la mayoría de los casos, la exactitud de los mapas construidos por análisis
genéticos se basa tanto en la frecuencia de recombinación entre marcadores genéticos
como en el número de marcadores genéticos utilizados en la construcción del mapa. Si
hay una gran distancia entre los marcadores y/o variación en la frecuencia de
recombinación, el mapa genético puede no corresponder al mapa físico de esa región
cromosómica. Por ejemplo, el genoma humano es grande (3,2 x 109
pb), y el número
de genes cartografiados es pequeño (unos pocos millares), lo que significa que cada
unidad del mapa está compuesta por millones de pares de bases de DNA. El resultado
es una correlación baja entre los mapas genético y físico de los cromosomas. Los sitios
de corte de las enzimas de restricción pueden utilizarse como marcadores genéticos,
reduciendo así la distancia entre los distintos sitos del mapa, incrementando la fidelidad
de los mapas, y proporcionando puntos de referencia para la correlación de los mapas
genético y físico.
Los sitos de restricción han desempeñado una función importante en la
cartografía de genes en cromosomas humanos específicos y en regiones definidas de
cromosomas concretos. Además, si un sitio de restricción está cerca de un gen
mutante, puede utilizarse como marcador de diagnóstico. Estos sitios son conocidos
como polimorfismos de longitud de fragmentos de restricción o RFLP. Su utilización ha
demostrado ser especialmente útil, ya que los genes mutantes que provocan muchas
enfermedades genéticas humanas están muy poco caracterizados a nivel molecular, y
los sitios de restricción cercanos se han utilizado con éxito en la detección de los
individuos afectados y de los heterocigotas con riesgo de tener hijos afectados.

25
FIGURA 19. Construcción de un mapa de restricción.

26
FIGURA 20. Transferencia de Southern.
Transferencia de Southern y Northern
Los insertos de DNA clonados en vectores pueden utilizarse en experimentos
de hibridación para caracterizar la identidad de genes específicos, para localizar
regiones codificantes o regiones reguladoras flanqueantes en secuencias clonadas y
para investigar la organización molecular de las secuencias genómicas.

27
Edward Southern desarrolló la utilización de segmentos de DNA clonado,
separados por electroforesis, transferidos a filtros, y rastreado con sondas.
Conocido como transferencia de Southern (Southern blot), este
procedimiento tiene muchas aplicaciones. En la transferencia de Southern, el DNA
clonado se corta en fragmentos con una o más enzimas de restricción, y estos
fragmentos se separan por electroforesis en gel (Figura 20). El DNA se desnaturaliza
dentro del gel en fragmentos de cadena sencilla, y éstos se transfieren a un filtro de un
material, normalmente nitrocelulosa o un derivado de nylon, que une el DNA. La
transferencia se hace colocando la hoja de la membrana encima del gel, y provocando
que el tampón pase por el gel y por la hoja de nitrocelulosa o de nailon por capilaridad.
El tampón pasa por el gel y por la membrana, arrastrando al DNA fuera del gel e
inmovilizándolo en la membrana.
En la práctica, esto se hace poniendo el gel con el DNA desnaturalizado sobre
una gruesa esponja que actúa de mecha. La esponja está parcialmente sumergida en
una cubeta con tampón. Se pone una membrana encima del gel, y se cubre con hojas
de papel secante o absorbente y un peso. La acción capilar arrastra el tampón de la
cubeta a través de la esponja, del gel, de la membrana, y del montón de papel secante.
Al pasar el tampón por el gel, los fragmentos de DNA se transfieren a la membrana, a
la que se unen. Después de la transferencia, el DNA de cadena sencilla se fija a la
membrana calentándola a 80 ºC o exponiéndola a la luz ultravioleta para que se hagan
uniones entre los fragmentos y la membrana.
Entonces, los fragmentos de DNA del filtro se hibridan con una sonda. Sólo
formarán híbridos los fragmentos de DNA de cadena sencilla presentes en la
membrana que sean complementarios a la secuencia nucleotídica de la sonda. Se lava
la sonda no unida, y se visualizan los fragmentos hibridados. Si se utiliza una sonda
radioactiva, la posición de la sonda se determina por autorradiografía, utilizando
película fotográfica.
Además de para caracterizar DNA clonado, la transferencia de Southern se
utiliza para muchos otros fines, como la cartografía de sitios de restricción en un gen o
cerca de él, la identificación de fragmentos de DNA que contienen un gen determinado
de entre una mezcla de muchos fragmentos, y la identificación de genes relacionados
en diferentes especies. La transferencia de Southern también se utiliza para detectar
reorganizaciones y duplicaciones en genes asociados a enfermedades genéticas
humanas y cánceres.
Existe una técnica de transferencia relacionada que puede utilizarse para
determinar si un gen clonado es transcripcionalmente activo en un tipo celular o en un
tejido dado. Esta técnica detecta la presencia de RNA que sea complementario al
segmento de DNA clonado. Esto se lleva a cabo extrayendo RNA de uno o varios tipos
celulares o tejidos. Se fracciona el RNA por electroforesis en gel, y el patrón de bandas
se transfiere a una membrana que une el RNA como en la transferencia de Southern.
El filtro se hibrida con una sonda de DNA de cadena sencilla, proveniente de DNA
genómico clonado o de cDNA. Si hay RNA complementario a la sonda de DNA, éste se
detectará por autorradiografía como una banda en la película fotográfica. Como el
protocolo original que utiliza DNA unido a un filtro se conoce como transferencia de
Southern, el protocolo que utiliza RNA unido al filtro se denominó transferencia
Northern.
La transferencia Northern proporciona información de la presencia de un
transcripto de RNA complementario de un gen clonado en una célula o en un tejido
determinado, y se utiliza para examinar patrones de expresión génica en tejidos
embrionarios y adultos. La transferencia Northern también puede utilizarse para
detectar cortes y empalmes alternativos del mRNA, y para detectar múltiples tipos de
transcriptos provenientes de un solo gen. La transferencia Northern también
proporciona otras informaciones de los mRNA transcriptos. Si se corre un RNA
marcador en un carril adyacente, se puede calcular el tamaño del mRNA de un gen de

28
interés. Además, la cantidad de RNA transcripto presente en una célula o en un tejido
está relacionado con la densidad de la banda de RNA del film de autorradiografía. Se
puede cuantificar la cantidad de RNA midiendo la densidad de la banda, lo que
proporciona una medida relativa de la actividad transcripcional. De esta manera, la
transferencia Northern puede utilizarse para caracterizar y cuantificar la actividad
transcripcional de un gen determinado en distintas células, tejidos, u organismos.
Secuenciación de DNA
En cierto sentido, la caracterización definitiva de un segmento de DNA clonado
es la determinación de su secuencia de nucleótidos. La capacidad de secuenciar DNA
clonado ha permitido grandes avances en el conocimiento de la estructura génica y de
los mecanismos de regulación. Aunque desde la década de los 40 hay técnicas que
permiten determinar la composición de bases del DNA, fue en la década de los 60
cuando se desarrollaron los métodos para determinar la secuencia de los nucleótidos.
En 1965, Robert Holley determinó la secuencia de una molécula de tRNA que contenía
74 nucleótidos. Se necesitó un año de esfuerzo para realizar este trabajo. En la década
de los 70 se desarrollaron métodos más eficientes de secuenciación y, actualmente, en
un laboratorio de biología molecular, es posible secuenciar más de mil bases en una
semana. En un futuro cercano, con la automatización de este proceso, se podrán
secuenciar miles de bases en un solo día.
Un método de secuenciación de DNA diseñado por Alan Maxam y Walter
Gilbert utiliza productos químicos para cortar el DNA. Este método se utilizó para
determinar la secuencia de bases de los 4.362 nucleótidos del plásmido pBR322. El
segundo método, que es el que generalmente se utiliza, lo desarrollaron Frederick
Sanger y sus colaboradores. El método de Sanger se basa en la elongación 5’ – 3’ de
las moléculas de DNA por la DNA polimerasa. Ambas estrategias generan un conjunto
de moléculas de DNA de cadena sencilla de diferentes longitudes. Para determinar la
secuencia de los nucleótidos en un segmento de DNA, ambos métodos utilizan una
serie de cuatro reacciones, realizadas en tubos separados. Estas secuencias, cuya
diferencia en tamaño es de un solo nucleótido, se separan por electroforesis en gel en
cuatro carriles adyacentes. El resultado es una serie de bandas que forman un patrón
parecido a una escalera. La secuencia puede leerse directamente del patrón de bandas
de los cuatro carriles. Los secuenciadores automáticos de DNA utilizan colorantes
fluorescentes en vez de sondas radioactivas. Se utilizan cuatro colorantes, produciendo
un patrón de picos de colores que, al leerlos, proporcionan la secuencia de DNA
(Figura 21).
La secuenciación de DNA proporciona información de la organización de los
genes y de los sucesos mutacionales que alteran a los genes y a los productos
génicos, confirmando la conclusión de que los genes y las proteínas son moléculas
colineares. La secuenciación también se ha utilizado para examinar la organización de
las regiones reguladoras que flanquean los genes procarióticos y eucarióticos, y para
deducir la secuencia de aminoácidos de las proteínas. El gen de la fibrosis quística
(CF), una enfermedad genética humana autosómica recesiva, se identificó clonando y
secuenciando el DNA de una región del brazo largo del cromosoma 7. Como no se
conocía el producto proteico de este gen, se utilizó la secuencia de DNA para identificar
una región codificadora. Se utilizó la secuencia de DNA de esta región para generar
una probable secuencia de 1.480 aminoácidos. Esta secuencia se utilizó para buscar
secuencias aminoacídicas de proteínas conocidas en las bases de datos, lo que
permitió inferir que la proteína CF tiene características similares a las proteínas de
membrana que desempeñan una función en el transporte de iones. Nuevos
experimentos confirmaron que el producto del locus de la fibrosis quística es una

29
proteína de membrana que regula el transporte de iones cloro por la membrana
plasmática. En la mayoría de casos de CF, el gen mutante tiene una secuencia de DNA
alterada que causa la producción de una proteína defectuosa.
Además de identificar los defectos del DNA que causan los fenotipos mutantes,
la secuenciación de DNA también se utiliza para examinar la organización de un gen (el
número de intrones y de exones, y sus límites), para proporcionar información de la
naturaleza y de la función de las proteínas codificadas por los genes, como el tamaño,
el número y tipo de dominios (región transmembrana, de unión al DNA) y de la relación
con proteínas similares y con proteínas de otros organismos.
FIGURA 21. La secuenciación del DNA se ha automatizado con la utilización de colorantes
fluorescentes, uno para cada base; las bases se leen en orden de izquierda a derecha.
Análisis de PCR
Las técnicas de DNA recombinante se desarrollaron a principios de la década
de los 70, y en los años posteriores revolucionaron la manera en que los genetistas y
los biólogos moleculares dirigían sus investigaciones. En 1986, se desarrolló una nueva
técnica denominada reacción en cadena de la polimerasa (PCR), que ha ampliado
enormemente el poder de la investigación del DNA recombinante. Incluso ha
reemplazado algunos de los métodos anteriores. El análisis de PCR ha encontrado
aplicaciones en una amplio abanico de disciplinas, entre las que se encuentran la
biología molecular, la genética humana, la evolución e incluso la medicina forense.
Uno de los prerrequisitos para muchas técnicas de DNA recombinante es la
disponibilidad de grandes cantidades de un segmento específico de DNA. Estos se
obtenían a menudo después de un trabajo intensivo y tedioso de clonación y
reclonación. La PCR permite la amplificación directa de segmentos de DNA específicos
sin clonación, y puede utilizarse en fragmentos de DNA que estén presentes,
inicialmente, en cantidades infinitesimalmente pequeñas. El método de PCR se basa
en la amplificación de un segmento de DNA utilizando DNA polimerasa y cebadores,
oligonucleótidos que hibridan con la cadena complementaria a la secuencia a
amplificar. Hay tres pasos fundamentales en la reacción de PCR, y la cantidad de DNA
amplificado producido sólo está limitado, en teoría, por el número de veces que se
repiten estos pasos.
1. El DNA que se requiere amplificar se desnaturaliza en cadenas sencillas. Este
DNA no necesita estar ni purificado ni clonado, y puede provenir de distintas fuentes,
incluyendo DNA genómico, muestras forenses como sangre seca o semen, muestras
almacenadas en registros médicos, pelos, restos momificados, y fósiles. El DNA de
doble cadena se desnaturaliza por calor (a unos 90º C) hasta que se disocia en
cadenas sencillas, normalmente unos 5 minutos.

30
2. Los cebadores hibridan al DNA de cadena sencilla. Estos cebadores son
oligonucleótidos sintéticos que hibridan con las secuencias flanqueantes del segmento
a amplificar. Generalmente se utilizan dos cebadores diferentes. Cada uno de ellos
tiene la secuencia complementaria a una de las dos cadenas del DNA. Los cebadores
se alinean con sus extremos 3’ encarados ya que hibridan a cadenas opuestas, como
se observa en la figura 22. La utilización de cebadores sintéticos significa que se debe
tener alguna información de la secuencia de DNA a amplificar.
3. A la mezcla de reacción se le añade una DNA polimerasa resistente al calor, la
polimerasa Taq. La polimerasa extiende los cebadores en dirección 5’ – 3’, utilizando
como molde al DNA cadena sencilla unido al cebador. El producto es una molécula de
DNA de doble cadena con los cebadores incorporados en el producto final.
Cada grupo de tres pasos se denomina ciclo. Generalmente, cada paso del
ciclo se realiza a una temperatura diferente. El ciclo puede repetirse llevando a cabo
otra vez todos los pasos. Empezando con una molécula de DNA, el primer ciclo
produce dos moléculas de DNA, dos ciclos producen cuatro, tres ciclos producen ocho,
etc. Veinticinco ciclos amplifican varios millones de veces el DNA en cuestión. El
proceso es automático y se utiliza una máquina denominada termociclador, que puede
programarse para realizar un número predeterminado de ciclos, produciendo grandes
cantidades de segmentos de DNA amplificado en unas pocas horas.
La PCR es ampliamente utilizada en laboratorios de investigación y tiene
muchas aplicaciones en campos entre los que se incluyen las enfermedades
infecciosas, la arqueología, el control de alimentos, la genética humana, la terapia del
cáncer y la evolución molecular, entre otros. En aplicaciones clínicas, la PCR se utiliza
para identificar los agentes infecciosos como el bacilo de la tuberculosis y otras
bacterias, el HIV y otros virus. La PCR tiene la ventaja de ser rápida y menos laboriosa
que las técnicas de clonación convencionales, y ha reemplazado a la utilización de
sondas clonadas en campos como el diagnóstico prenatal. Aunque el desarrollo de la
técnica de PCR representa un adelanto importante, también tiene sus limitaciones.
Puesto que la PCR amplifica secuencias de DNA, incluso la más pequeña
contaminación del material inicial con DNA de otras fuentes puede provocar
dificultades. Células desprendidas de la piel de uno de los empleados del laboratorio
mientras se realizaba la PCR pueden contaminar las muestras recogidas del escenario
del crimen, dificultando la obtención de datos fiables. La PCR debe realizarse siempre
con controles adecuados.

31
Transferencia de DNA a eucariotas
Tanto las células animales como vegetales pueden incorporar DNA del medio
ambiente, proceso denominado transfección. Además, los vectores, incluyendo los
YAC, pueden utilizarse para transferir DNA a células eucarióticas.
FIGURA 22. Amplificación por PCR.

32
Células vegetales
Por extraño que parezca, el clonado utilizando plantas superiores como huésped
se ha conseguido empleando plásmidos bacterianos. La bacteria infecciosa
Agrobacterium tumefaciens, presente en el suelo, produce tumores (denominados
agallas de corona) en muchas especies de plantas. La formación de los tumores se
asocia a la presencia de un plásmido inductor de tumores (Ti) en las bacterias como se
muestra en la figura 23. Cuando estas bacterias infectan células vegetales, un
segmento del plásmido Ti, conocido como T-DNA, se transfiere al DNA cromosómico
de la célula vegetal huésped. El T- DNA controla la formación del tumor y la síntesis de
pequeñas moléculas conocidas como opinas, que son necesarias para el crecimiento
de la bacteria infecciosa. Se puede insertar genes exógenos en el segmento T-DNA de
Ti, y la bacteria infecciosa puede transferir el Ti alterado a la célula vegetal. El DNA
exógeno se inserta en el genoma de la planta cuando el T-DNA se integra en el
cromosoma de la célula huésped.
El crecimiento de esta célula genéticamente alterada puede inducirse en un
medio de cultivo, formando una masa celular denominada callo. Manipulando el medio
de cultivo, puede inducirse la formación de raíces y de brotes en el callo, y que este se
desarrolle eventualmente como plantas adultas que contengan el gen exógeno. Las
plantas (o animales) que contienen el gen exógeno se denominan transgénicas.
Células de mamífero
La célula de mamífero puede incorporar DNA por distintos métodos, como
coprecipitación con fosfato cálcico y endocitosis, microinyección directa, exposición a
pulsos cortos de alto voltaje (electroporación), y por encapsulación de DNA en
membranas artificiales (liposomas) seguido de su fusión con membranas celulares. El
DNA también puede transferirse utilizando YAC y vectores basados en retrovirus.
Generalmente, el DNA introducido en una célula de mamífero por cualquiera de estos
métodos se integra en el genoma del huésped. Los métodos de transferencia de DNA
se han utilizado para: transferir genes a óvulos fecundados, produciendo así animales
transgénicos; para investigar los aspectos moleculares de la expresión génica; y para
replicar los genes clonados utilizando células de mamífero como huéspedes.
Los YAC pueden utilizarse para incrementar enormemente la eficiencia de la
transferencia de genes a la línea germinal del ratón. La transferencia de genes
depende de la introducción de secuencias de DNA en el núcleo de una célula de ratón
adecuada, como una célula huevo fecundada o una célula madre embrionaria, seguido
de la integración del DNA en un sitio del cromosoma.
FIGURA 23. Plásmido Ti diseñado para la clonación de plantas.

33
Experimentos iniciales de transgénesis en ratón no funcionaron debido a la
longitud relativamente corta de DNA que puede introducirse utilizando vectores de
clonación plasmídicos. En muchos casos, los genes de mamífero eran más largos que
la capacidad de clonación del vector, y en otros casos, en los que se pudo transferir el
gen, no se produjo su expresión o ésta era inadecuada debido a que no se habían
transferido las secuencias reguladoras adyacentes o distantes.
Los YAC pueden transferirse a ratón de diversas maneras. La primera implica
la microinyección de DNA de YAC purificado en el pronúcleo de un cigoto de ratón. Los
cigotos se transfieren entonces al útero de madres adoptivas para que se desarrollen
normalmente. Otras técnicas utilizan células madres embrionarias de ratón (células ES,
del inglés embrionic stem cell) como huéspedes. Uno de estos métodos fusiona una
célula de levadura que contiene un YAC con una célula ES, transfiriéndose el YAC a la
célula ES, junto con todo o una parte del genoma de levadura. Las células ES
transgénicas se transfieren entonces a embriones de ratón en el estadio de blastocito,
donde participan en la formación de tejido adulto, incluyendo los que formarán la línea
germinal.
La capacidad de transferir segmentos largos de DNA a ratones tiene
aplicaciones en muchas áreas de investigación.
Se han desarrollado vectores para la transferencia de genes funcionales a
células de mamífero utilizando retrovirus de ave y ratón. El genoma de estos retrovirus
es un RNA de cadena sencilla que, mediante la retrotranscriptasa, se transcribe en un
DNA de doble cadena. Este DNA se integra en el genoma del huésped y pasa a las
células hijas como parte de su propio cromosoma. El genoma del retrovirus debe
diseñarse para eliminar algunos genes víricos, creando vectores que aceptan DNA
exógeno, incluyendo genes estructurales humanos (Figura 24). Estos vectores se están
utilizando en el tratamiento de enfermedades genéticas mediante terapia génica.
El desarrollo de las técnicas para producir millones de copias de segmentos de
DNA por clonación ha abierto el camino a investigaciones sobre la estructura y la
función del DNA en vegetales y en animales. También ha conducido al aislamiento de
genes específicos de organismos, incluyendo la especie humana; a la generación de
diversas aplicaciones científicas y comerciales que han revolucionado las ciencias de
la vida, la medicina y la biotecnología; y al esfuerzo internacional para analizar el
genoma humano a nivel nucleotídico, conocido como el Proyecto Genoma Humano.
FIGURA 24. Vectores retrovíricos construidos a partir del virus de la leucemia murina de Moloney
(Moloney MLV). El genoma nativo de MLV contiene una secuencia psi que se precisa para la
encapsulación, y genes que codifican las proteínas de la cubierta vírica (gag), una DNA polimerasa
dependiente de RNA (pol), y glicoproteínas de superficie (env). En cada extremo el genoma está
flanqueado por secuencias repetidas terminales largas (LTR) que controlan la transcripción y la
integración en el genoma del huésped. El vector SAX mantien las secuencias LTR y psi, e incorpora un
gen de resistencia a neomicina bacteriano (neor), que puede utilizarse como marcador de selección.
Como se muestra, el vector transporta el gen clonado de la adenosina desaminasa humana (hADA),
fusionado a la región promotora/intensificadora inicial de SV40. La construcción SAX es típica de los
vectores retrovíricos que se utilizarán en la terapia génica en humanos.

Continuidad y Cambio de las Especies I - Introducción a la Biotecnología Anexo II
1
VECTORES PARA LA CLONACIÓN DE FRAGMENTOS DE DNA DE
DIFERENTES TAMAÑOS
Modificado de Strachan (1999)
La clonación de DNA en sistemas celulares ha sido ampliamente utilizada como
herramienta para la producción de cantidades de DNA puro adecuadas para la
caracterización física y los estudios funcionales de genes individuales, agrupamientos
génicos u otras secuencias de interés. Sin embargo, el tamaño de las secuencias de interés
puede ser muy variable (por ejemplo, los tamaños de los genes humanos pueden variar
entre 0,1 kb y 2,5 Mb). Los primeros sistemas celulares de clonación que se desarrollaron
servían para fragmentos de DNA bastante pequeños. Sin embargo, recientemente se han
desarrollado rápidamente otros sistemas que permiten trabajar con fragmentos de DNA muy
grandes.
Los vectores plasmídicos constituyen una vía sencilla para la clonación de
fragmentos de DNA pequeños en células bacterianas y eucariotas sencillas.
Para transformar a los plásmidos naturales en vectores de clonación se realizan
normalmente varias modificaciones:
(i) Inserción de un adaptador múltiple que contenga varias dianas de clonación.
Un adaptador múltiple es una secuencia sintética corta (unos 30 bp) que contiene
dianas únicas de varias nucleasas de restricción comunes (Si coinciden con dianas
que estaban presentes en el plásmido, éstas deben ser eliminadas para asegurar que
las dianas del adaptador múltiple son únicas).
(ii) Inserción de un gen de resistencia a antibiótico. Las células huésped que se
utilicen han de ser naturalmente sensibles al antibiótico escogido, de forma que todo
vector que transforme una de estas células le pueda conferir la resistencia. De esta
forma, plaqueando las células transformadas en un medio que contenga el antibiótico
codificado por el gen se asegura que las únicas células que sobreviven son las que
han sido transformadas por el vector.
(iii) Inserción de un sistema de selección para el cribado de recombinantes. Esto
supone típicamente que el adaptador múltiple se inserte en un gen o fragmento
génico capaz de expresarse.
El vector plasmídico pUC19 contiene un adaptador múltiple con dianas únicas para
varias nucleasas de restricción. Además, contiene un gen de resistencia a ampicilina que
permite la identificación de células transformadas (Figura 1). Finalmente, la selección de los
recombinantes se logra gracias a la posibilidad de inactivación por inserción en un
componente del gen de la β-galactosidasa, cuya parte complementaria se obtiene utilizando
como huésped una cepa de E. coli especialmente modificada.

2
FIGURA 1. Mapa del vector plasmídico pUC19. El origen de replicación (ori) deriva de un plásmido parecido a
ColE1, denominado pMB1. El de resistencia a ampicilina (ApR
) deriva del plásmido RSF 2124 y permite la
selección de las células que contienen moléculas del vector. En el plásmido se incluye parte del gen LacZ, lo
que permite la expresión de un fragmento N-terminal de $-galactosidasa. Este fragmento es complementario a
un gen LacZ mutante en la célula huésped: ambos productos son inactivos por separado, pero cuando están
en la misma célula se pueden asociar para formar un producto funcional. El sitio de clonación múltiple de 54 bp
(secuencia en mayúscula) se inserta en el componente LacZ del vector (minúscula), de manera que contiene la
pauta de lectura y la expresión funcional. Sin embargo, cuando se clona un inserto en alguna de las dianas del
sitio de clonación múltiple (MCS) se producirá una inactivación por inserción del gen, por lo que la actividad $-
galactosidasa no estará presente.
Los cósmidos y los vectores derivados de lambda proporcionan sistemas eficientes
de clonación en bacterias de fragmentos de DNA moderadamente grandes
La principal desventaja de los vectores plasmídicos es que tienen una capacidad
limitada de aceptar grandes fragmentos de DNA: la mayoría de los insertos son de pocas
kilobases, y es muy raro encontrar insertos de más de 5 a 10 kb. Además, los métodos
estándar de transformación de bacterias con vectores plasmídicos son relativamente
ineficientes. Para resolver estas dificultades la atención se centró al principio en la
posibilidad de utilizar al bacteriófago lambda (λ) como vector de clonación. La partícula vírica
λ salvaje (el virión) contiene un genoma de unos 50 kb de DNA lineal bicatenario,
empaquetado dentro de una cubierta proteica. Este bacteriófago ha desarrollado un
mecanismo muy eficiente de infección de células de E. coli. Tras la unión del virión a las
bacterias, la proteína de la cubierta se elimina y el DNA de λ se inyecta al interior de la
célula. Los extremos del DNA de λ son 5’ protuberantes. La longitud del segmento
monocadena es de 12 nucleótidos, y los salientes de ambos extremos son complementarios
entre sí. Como son complementarios se pueden aparear, por lo que actúan como los
extremos cohesivos generados por algunas endonucleasas de restricción (salvo que, al ser
más largos, son más adhesivos que los cortos extremos cohesivos dejados por las
nucleasas). El nombre de estas secuencias --secuencias cos- recuerda estas propiedades
cohesivas. Una vez en el interior de la bacteria, las secuencias cos se aparean y las mellas
resultantes son selladas por las ligasas celulares, con lo que se genera un DNA circular
bicatenario. A partir de este momento el DNA de λ puede entrar en dos rutas alternativas
que se muestran en la Figura 2.

3
FIGURA 2. El fago puede seguir un ciclo lítico o entrar en un estado lisogénico.
(i) El ciclo lítico. El DNA de λ se replica, inicialmente de manera bidireccional, y
posteriormente según un modelo de círculo rodante que acaba generando multímeros
lineales del segmento unitario. Las proteínas de la cubierta se sintetizan y los multímeros se
cortan por las secuencias cos para generar segmentos unitarios del genoma λ que acaban
siendo empaquetados dentro de las cubiertas proteicas. Algunos de los productos génicos
de λ lisan la célula huésped, lo que permite la dispersión de los viriones para la infección de
nuevas células.
(ii) El estado lisogénico. El genoma de λ posee un gen att que tiene un homólogo en el
cromosoma de E. coli. La aposición de los dos genes att puede acabar en recombinación
entre los genomas de λ y de E. coli, con la subsecuente integración del DNA de λ en el
cromosoma bacteriano. En este estado, el DNA de λ se describe como un provirus, y la
célula huésped es lisógena debido a que, a pesar de que el DNA de λ puede permanecer
integrado de forma estable durante mucho tiempo, conserva la capacidad de escindirse del
cromosoma del huésped y entrar en el ciclo lítico (Figura 2). Los genes que se necesitan
para la función lisogénica de λ se sitúan en un segmento central del genoma del bacteriófago
(Figura 3).

4
FIGURA 3. Mapa del genoma de λ, mostrando la posición de los diferentes genes (barras verticales).
La decisión de entrar en una u otra vía depende de dos genes reguladores, cl y cro.
Estos dos genes son mutuamente antagonistas: en el estado lítico domina la proteína de
cro, mientras que en el estado lisogénico domina el represor cI, que suprime la transcripción
de otros genes de λ incluido cro. En células huésped creciendo en condiciones normales se
favorece el estado lisogénico y el genoma λ se replica junto con el DNA cromosómico del
huésped. Cuando ocurre algo perjudicial para las células huéspedes se favorece la
transición al ciclo lítico, lo que permite que el virus escape de la célula dañada e infecte
nuevas células.
FIGURA 4. El empaquetamiento in vitro del DNA dentro de una cubierta proteica del fago λ se puede conseguir
utilizando un lisado mixto de dos lisógenos de λ mutados.
A fin de obtener vectores de clonación adecuados basados en λ fue necesario
diseñar un sistema para la unión de DNA foráneo al replicón λ y para que el DNA
recombinante resultante pudiera transformar células de E. coli con alta eficiencia. Esto ultimo
se logró desarrollando un sistema de empaquetamiento in vitro, que imitaba eficientemente
el mecanismo de empaquetamiento del DNA del λ salvaje dentro de la cubierta proteica
(Figura 4).
En las secciones siguientes se describen varios tipos de vectores de clonación
desarrollados a partir de fagos λ modificados o que utilizan el sistema de selección de
tamaño impuesto por las secuencias cos.

5
Vectores de sustitución derivados de λ
La partícula de λ sólo puede empaquetar de manera estable fragmentos de DNA
comprendidos entre 37 y 52 kb. El segmento central del genoma λ contiene genes que son
necesarios para el mantenimiento de la lisogenia, pero no son esenciales para la función
lítica. En consecuencia, este segmento central puede ser eliminado y sustituido por un
fragmento de DNA foráneo. Utilizando esta estrategia, es posible clonar DNA foráneo de
hasta 23 kb de longitud. Estos vectores se utilizan normalmente para la obtención de
bibliotecas de DNA genómico.
Vectores de inserción derivados de λ
Los vectores derivados de λ que se usan para obtener bibliotecas de cDNA no
necesitan poder acoger grandes fragmentos, ya que la mayoría de los cDNA tienen una
longitud inferior a 5 kb. Con frecuencia, el diseño de los vectores de inserción pasa por la
modificación del genoma de λ para permitir la clonación por inserción en el gen cI.
Cósmidos
Los vectores cosmídicos contienen secuencias cos insertadas en un pequeño vector
plasmídico. Estos vectores permiten clonar fragmentos de entre 0 y 44 kb de DNA, porque
su longitud ronda los 8 kb, y están acoplados a una reacción de empaquetamiento in vitro
(ver Figura 5).
FIGURA 5. La ligación a vectores cosmídicos previamente cortados puede generar la aparición de
encadenados vector – diana, lo que resulta en grandes fragmentos de DNA exógeno flanqueados por
secuencias cos.
Los vectores basados en el bacteriófago P1 y en el factor F permiten la clonación de
grandes fragmentos de DNA en células bacterianas
Como los genomas de humanos y en general de mamíferos son tan grandes, y hay
genes que pueden ser muy largos, existía una necesidad de desarrollar nuevos vectores de
clonación capaces de aceptar insertos grandes de DNA. Recientemente varios de estos
vectores han sido desarrollados (ver la Tabla 1); han encontrado aplicación inmediata en la
generación de mapas físicos de diversos genomas, y han posibilitado la caracterización y la
expresión de genes grandes o de complejos génicos. A continuación se discuten algunos
ejemplos.

6
Tabla 1. Tamaño de los insertos de DNA que se pueden obtener en los diferentes vectores de clonación.
Vector de clonación Tamaño del inserto
Vectores plasmídicos estándar de número de copias elevado 0-10 kb
Vectores de inserción derivados del bacteriófago λ 0-10 kb
Vectores de sustitución derivados del bacteriófago λ 9-23 kb
Vectores cosmídicos 30-44 kb
Bacteriófago P1 70-100 kb
Vectores PAC (cromosoma artificial de P1) 130-150 kb
Vectores BAC (cromosoma artificial bacteriano) Hasta 300 kb
Vectores YAC (cromosoma artificial de levadura) 0,2-2,0 Mb
Cromosomas artificiales bacterianos (vectores BAC)
Muchos vectores ampliamente usados para la clonación de DNA en bacterias, son
replicones de medio a alto número de copias. La ventaja de este tipo de vectores es que
pueden proporcionar elevados rendimientos de DNA: cada bacteria en la que se propaga el
vector contendrá varias o muchas copias de la molécula del vector, en función de la
eficiencia de su replicación. Sin embargo, una desventaja importante de tales vectores es
que con frecuencia sus insertos son inestables, lo que provoca la deleción o la
reorganización de partes del DNA clonado en ellos. Esta inestabilidad es particularmente
frecuente entre los insertos de DNA de origen eucariota, que suelen contener secuencias
repetidas y que por tanto resultan difíciles de clonar y mantener, particularmente cuando se
trata de fragmentos grandes.
Para superar esta limitación la atención se ha centrado recientemente en vectores
basados en replicones de bajo número, tales como el plásmido de fertilidad de E coli, el
factor F1. Este plásmido contiene dos genes, parA y parB, que mantienen el número de
copias en 1-2 por célula de E. coli. Los vectores basados en el sistema del factor F son
capaces de aceptar grandes fragmentos de DNA foráneo (> 300 kb). Los recombinantes
resultantes pueden ser transferidos a células bacterianas con una eficiencia considerable
utilizando la electroporación (un método que expone a las células a voltajes elevados para
disminuir la permeabilidad selectiva de sus membranas plasmáticas). Sin embargo, dado
que los cromosomas bacterianos artificiales (BAC acrónimo del inglés Bacterial Artificial
Chromosomes) contienen un replicón de bajo número de copias, el rendimiento de DNA
recombinante por célula huésped es muy bajo (Shizuya et al., 1992).
Vectores derivados del bacteriófago P1 y PAC
Ciertos bacteriófagos tienen genomas relativamente grandes, por lo que son buenos
candidatos para el desarrollo de vectores capaces de alojar grandes fragmentos de DNA
foráneo. Uno de estos bacteriófagos es P1, que al igual que el fago λ, empaqueta su
genoma lineal de 110 a 115 kb dentro de una cubierta proteica. Los vectores de clonación
derivados de P1 son plásmidos circulares que incluyen componentes de P1. El vector
plasmídico derivado de P1 puede ser cortado para generar dos brazos del vector a los que
se pueden ligar hasta 100 kb de DNA foráneo que acabarán siendo empaquetados in vitro
dentro de una cubierta proteica de P1. Posteriormente se permite que el fago P1
recombinante se adsorba a un huésped adecuado, tras lo cual el DNA recombinante se
inyecta al interior de la célula, se circulariza y puede ser así amplificado (Sternberg, 1992)
(ver Figura 6).
El sistema de clonación básico en P1 ha sido mejorado en el sentido de aceptar un
mayor rango de insertos mediante la utilización de sistemas de empaquetamiento in vitro
derivados del bacteriófago T4. Esta modificación permite la recuperación de insertos de

7
hasta 122 kb. Más recientemente se han combinando los sistemas derivados de P1 y del
factor F para generar cromosomas artificiales derivados de P1 (PAC) (louannou et al., 1994).
Los cromosomas artificiales de levadura (YAC) permiten la clonación de fragmentos
de DNA cuyo tamaño es del orden de megabases.
El sistema más utilizado para la clonación de fragmentos muy grandes de DNA se
basa en la construcción de cromosomas artificiales de levadura (YAC, de Yeast Artificial
Chromosomes; Schlessinger, 1990). La clonación en levaduras ofrece, en principio, algunas
ventajas respecto de la clonación en bacterias. Algunas secuencias eucariotas,
principalmente las que tienen organizaciones de secuencias repetidas, resultan muy difíciles
o imposibles de clonar en sistemas bacterianos, que carecen de tales organizaciones de
secuencias. Sin embargo, estas secuencias deberían ser a priori, toleradas por las células
de levadura, que son células eucariotas. De todas formas, la principal ventaja de los YAC es
la posibilidad que ofrecen de clonar fragmentos de DNA muy grandes.
FIGURA 6. El sistema de vectores derivado del fago P1 permite la clonación de fragmentos de DNA de hasta
100 kb. El plásmido vector derivado de P1, Ad10 contiene varios elementos del genoma de P1, notablemente
pac, el lugar de empaquetamiento de P1, y dos lugares loxP, que son los sitios reconocidos normalmente por
la recombinasa del fago (que es el producto del gen cre). El vector se digiere de forma que se generen dos
brazos, uno corto y uno largo, a los que se ligan fragmentos de DNA foráneo seleccionados para un tamaño
comprendido entre 85 y 100 kb. El empaquetamiento de DNA recombinante tiene lugar in vitro utilizando
extractos de empaquetamiento de P1: la pacasa corta el DNA recombinante por la diana pac, y junto con otros
componentes actúa para insertar el DNA (máximo de 115 kb) dentro de la cabeza del fago. Posteriormente se
unen las proteínas de la cola y se deja que el fago recombinante se adsorba a una cepa de E. coli cre+
. El
producto cre del huésped actúa sobre las secuencias lox P, de forma que genera un plásmido circular que es
mantenido con un número de copias bajo (debido al tipo de replicón del plásmido) pero que puede ser
amplificado por inducción del replicón Iítico derivado de P1.

8
FIGURA 7. Obtención de YACs. Las secuencias de DNA del vector incluyen: CEN1 -secuencla centromérica;
TEL -secuencias teloméricas; ARS1 –secuencia de replicación autónoma; Amp -gen que confiere resistencia a
ampicilina; ori -origen de replicación para la propagación en E. coli. El vector se utiliza en conjunción con un
huésped especializado, la cepa de levadura AB1380, que tiene un color rojo debide a que es portadora de ua
mutación ocre en el gen ade-2, que participa en el metabolismo de adenina. Su defecto provoca la
acumulación de un pigmento rojo. Dado que el vector contiene el gen SUP4, que codifica un tRNA supresor
(véase el texto principal), la expresión de SUP4 en el huésped restablece la actividad salvaje ya que
complementa la mutación en ade-2, por lo que las colonias son incoloras. Las levaduras huésped están
diseñadas también para que lleven los alelos recesivos TRP1 y URA3, que pueden ser complementados por
los correspondientes alelos TRP1 y URA3 del vector, lo cual proporciona un sistema de selección para la
identificación de células que contienen al vector YAC. Cuando se inserta un fragmento de DNA en el gen SUP4
se provoca la inactivación del gen supresor, por lo que se restablece el fenotipo mutante (colonias rojas).
Este avance surgió a partir de que se comprendiera que gran parte del DNA de un
cromosoma no es necesario para la función cromosómica normal. Los componentes
esenciales para el funcionamiento normal de un cromosoma de levadura son tres:
(i) Los centrómeros, necesarios para la disyunción de las cromátidas hermanas en
la mitosis y la de los cromosomas homólogos en la primera división meiótica.
(ii) Los telómeros, necesarios para la replicación completa de moléculas lineales y
para la protección de los extremos del cromosoma frente a los ataques de
nucleasas.
(iii) Las secuencias de replicación autónoma (ARS), que son requeridas para la
replicación autónoma del DNA cromosómico y a las que se adjudica la función de
actuar como orígenes de replicación específicos.
En cada caso, el segmento de DNA necesario para la actividad funcional in vivo es,
en levaduras, un segmento de unos pocos centenares de pares de bases de DNA. A partir
de estas observaciones se atisbó la posibilidad de diseñar un nuevo sistema de clonación
basado en la utilización de replicones cromosómicos (los elementos ARS) como alternativa a
la utilización generalizada de replicones extracromosómicos (como los que se hallan en los
plásmidos y en los bacteriófagos).

9
Para fabricar un YAC es necesario, simplemente, combinar cuatro secuencias cortas
capaces de funcionar en levaduras: dos telómeros, un centrómero y un elemento ARS, junto
con un DNA foráneo de un tamaño adecuado. Todos estos fragmentos se unen para generar
una molécula de DNA lineal en la cual los telómeros estén colocados correctamente en los
extremos (Figura 7). La construcción resultante no puede transferirse directamente a las
células de levadura. Antes se deben tratar las células de levadura a fin de eliminar las
paredes celulares externas. Los esferoplastos resultantes pueden aceptar fragmentos
exógenos, pero son osmóticamente inestables y el rendimiento de DNA clonado es bajo
(aproximadamente una copia por célula). No obstante, la capacidad de clonar grandes
fragmentos de DNA (de hasta 2 Mb) ha hecho de los YAC1 una herramienta vital en la
elaboración de mapas físicos.
Clonación por expresión
Principios en los que se basa la clonación por expresión
Muchos sistemas celulares de clonación de DNA se dirigen sencillamente a la
amplificación del DNA introducido para obtener suficientes cantidades de material para
realizar diferentes estudios funcionales y estructurales. Sin embargo, muchos sistemas
basados en plásmidos permiten la síntesis de transcriptos de RNA específico de hebra, en
una reacción de síntesis de RNA in vitro.
En algunos casos, el sistema de clonación se diseña de manera que promueva la
expresión del polipéptido codificado por el gen introducido (clonación por expresión). Estos
sistemas tienen la posibilidad de producir grandes cantidades de una proteína específica,
que puede tener importancia médica (por ejemplo, insulina, interferón, antígenos víricos para
la producción de vacunas, etc., o bien para la obtención de anticuerpos específicos). Como
característica más general, los sistemas de clonación por expresión permiten realizar
estudios exhaustivos de la estructura y de la función de las proteínas, particularmente útiles
cuando se trata de proteínas difíciles de purificar o muy escasas dentro de la célula. Existe
un gran número de vectores de clonación por expresión diseñados para ser utilizados en
diversos sistemas celulares, desde bacterias a células de mamíferos, con vectores
específicos modificados de forma que actúen en determinados sistemas celulares
huéspedes.
Expresión de genes eucariotas en células bacterianas
En general los genes eucariotas no pueden expresarse directamente en las
bacterias ya que las bacterias carecen del aparato necesario para la expresión de este tipo
de genes (por ejemplo, factores para el procesamiento del mRNA, etc.). En consecuencia, la
expresión de polipéptidos eucariotas en células bacterianas se logra tras la obtención de un
clon de cDNA apropiado (que no tiene que estar completo, pero que como mínimo debe
contener la totalidad de la secuencia codificante) y su posterior clonación, en el vector de
expresión adecuado en bacterias. En este caso, el cDNA insertado en el vector constituye un
proveedor de la información genética requerida para especificar un polipéptido; el control de
la expresión viene condicionado externamente. La expresión de genes eucariotas
importantes en bacterias puede ser una fuente interminable de compuestos médicamente
relevantes. Como la producción de cantidades muy grandes de una determinada proteína
(que además, es extraña para el huésped) va en contra del crecimiento normal de la célula,
los sistemas de expresión se diseñan con promotores inducibles. En estos casos las
células que contienen el DNA recombinante de interés se seleccionan y se hacen crecer
hasta concentraciones importantes sin que expresen el gen foráneo. La exposición del

10
cultivo a un agente inductor activa la expresión del gen, y las células pueden recolectarse
poco tiempo después. Sin embargo, el problema que surge en algunos casos tiene relación
con la importancia del procesamiento postraduccional de muchas proteínas. Como existen
diferencias en estos procesos entre procariotas y eucariotas, las proteínas eucariotas
producidas por la expresión de clones de cDNA en bacterias pueden ser inestables, o
exhibir una actividad biológica limitada o nula.
La expresión de proteínas eucariotas en células bacterianas puede ser también un
sistema de cribado para la identificación de un gen nuevo, no caracterizado. En algunos
casos, aunque no exista información sobre la secuencia codificante de un gen, la purificación
parcial de su producto génico puede permitir la obtención de un anticuerpo específico, lo que
permite el cribado de bibliotecas de cDNA utilizando anticuerpos. Para poder hacer esto
se debe construir la biblioteca de cDNA en un vector como λgt11, que permite la expresión
de los insertos foráneos en células bacterianas. La exposición de filtros que contienen
colonias bacterianas individualizadas (filtros de colonias) al anticuerpo permite la
visualización de las colonias que expresan el polipéptido reconocido por el anticuerpo, y por
tanto el cribado de la biblioteca. Las bacterias que dan reacción positiva pueden ser
propagadas y el clon de cDNA, una vez aislado, puede utilizarse a su vez para el cribado de
una biblioteca genómica a fin de identificar el gen correspondiente.
Expresión de genes eucariotas en células eucariotas
Los sistemas de clonación por expresión en los que los huéspedes son células
eucariotas permiten la expresión de genes o segmentos de DNA eucariota y su estudio en
células huéspedes eucariotas de tipo heterólogo. Estas células heterólogas pueden
proporcionar un ambiente similar, aunque no idéntico, al de la célula original, lo que permite
la detección específica y, en algunos casos, la purificación de la proteína así expresada. En
consecuencia existen muchos sistemas de expresión diseñados para permitir el estudio de
los patrones de expresión transitorios o estables, lo que facilita la disección de la actividad
funcional. Estos sistemas sirven también para identificar el estado funcional de los miembros
de familias multigénicas: en ocasiones la secuencia de los pseudogenes es tan parecida a la
de los miembros funcionales de la misma familia que resulta útil disponer de un ensayo
funcional para la discriminación entre los diferentes clones genómicos.
Los sistemas de clonación eucariotas se han transformado en métodos mucho más
populares para la preparación de proteínas eucariotas específicas. Muchas proteínas
eucariotas requieren un procesamiento postraduccional específico (por ejemplo, por
patrones específicos de glucosilación), y estas modificaciones resultan críticas para su
función o para su estabilidad. Como los huéspedes eucariotas heterólogos tienen, por regla
general, sistemas de procesamiento idénticos o similares a los de las células originales, los
sistemas de expresión eucariotas, como el sistema de baculovirus y células de insectos, son
en general los métodos de elección para la preparación de cantidades importantes de
proteínas eucariotas específicas.

Cce modulo2 teorico2008

Más contenido relacionado

La actualidad más candente (18)

Similar a Cce modulo2 teorico2008 (20)

Más de rguidito (8)

Último (20)

Cce modulo2 teorico2008