Tecnicashistologicas 3

Departamento de Laboratorio Clínico. Hospital de Clínicas. 2004
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MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS PARA
ESTUDIO BACTERIOLÓGICO, PARASITOLÓGICO
Y MICOLÓGICO

SELECCIÓN, RECOLECCIÓN, CONSERVACIÓN Y
TRANSPORTE

DEPARTAMENTO DE LABORATORIO CLÍNICO
REPARTICIÓN MICROBIOLOGÍA
HOSPITAL DE CLÍNICAS
FACULTAD DE MEDICINA
MONTEVIDEO - URUGUAY 2004

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ÍNDICE

Prólogo

SECCIÓN BACTERIOLOGÍA
• INSTRUCTIVO- NORMAS BÁSICAS GENERALES

1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO
1.1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR
1.1.1 Exudado faringeo
1.1.2 Cavidad orofaringea
1.1.3 Senos paranasales
1.1.4 Exudado nasal
1.1.5 Muestras de oído
1.1.5.1 Conducto auditivo externo
1.1.5.2 Oído medio - Tímpanocentesis
1.1.6 Muestras oculares
1.1.6.1 Exudado conjuntival
1.1.6.2 Raspados corneales
1.2 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
1.2.1 Expectoración
1.2.2 Aspirado Traqueal o Secreciones Traqueales
1.2.3 Punción Transtraqueal
1.2.4 Muestras obtenidas a través del Fibrobroncoscopio
1.2.4.1 Broncoaspirado
1.2.4.2 Cepillado bronquial con catéter protegido
1.2.4.3 Lavado bronco-alveolar
1.2.4.4 Biopsia transbronquial
1.2.5 Muestras obtenidas por abordaje percutáneo
1.2.5.1 Punción pulmonar aspirativa transtorácica
1.2.5.2 Punción biópsica pulmonar
1.2.5.3 Biopsia pulmonar con toracoscopio
1.2.5.4 Biopsia pulmonar por toracotomia

2 SANGRE
2.1 HEMOCULTIVOS
2.2 CATÉTERES INTRAVASCULARES

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3 MUESTRAS DEL TRACTO URINARIO
3.1 UROCULTIVO- Orina obtenida por “Chorro Medio”
3.1.1 Técnica para mujeres
3.1.2 Técnica para hombres
3.2 OBTENCIÓN DE ORINA PARA UROCULTIVO EN EL PACIENTE CON
SONDA VESICAL
3.3 PUNCIÓN SUPRAPÚBICA

4 MUESTRAS DE LÍQUIDOS BIOLÓGICOS
4.1 LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO
4.1.1 LCR por punción lumbar
4.1.2 LCR en p acientes con shunts ventriculares
4.1.2.1 LCR obtenido de reservorio subcutáneo, Ommaya
4.1.2.2 LCR obtenido de circuito de derivación
4.2 OTROS LÍQUIDOS BIOLÓGICOS: PERITONEAL( ASCITIS),
PERICARDICO, PLEURAL, ARTICULAR
4.3 LÍQUIDO DE DIÁLISIS PERITONEAL CRÓNICA AM BULATORIA

5 PIEL Y TEJIDOS BLANDOS
5.1 HERIDAS SUPERFICIALES Y ABSCESOS ABIERTOS
5.2 ABSCESOS CERRADOS
5.3 HERIDA QUIRÚRGICA
5.4 QUEMADURAS

6 MUESTRAS DEL TRACTO GASTROINTESTINAL
6.1 MATERIAS FECALES
6.2 HISOPOS RECTALES
6.3 MUESTRAS DIGESTIVAS ALTAS
6.3.1 Lavado gástrico
6.3.2 Biópsia gástrica antral obtenida por endoscopia
6.4 MUESTRAS DIGESTIVAS BAJAS

7 MUESTRAS DEL TRACTO GENITAL
7.1 TRACTO GENITAL FEMENINO
7.1.1 Exudado vaginal
7.1.2 Exudado endocervical
7.1.3 Exudado uretral
7.1.4 Exudado rectal
7.1.5 Endometrio
7.1.6 Culdocentésis
7.1.7 Trompas y ovarios
7.1.8 Vulva
7.1.9 Ganglios linfáticos inguinales
7.1.10 Líquido amniótico
7.2 TRACTO GENITAL MASCULINO
7.2.1 Exudado uretral
7.2.2 Muestra para diagnóstico de Prostatitis
7.3 MUESTRAS PARA DIAGNÓSTICO DE CLAMYDIAS Y MICOPLASMAS
UROGENITALES
7.3.1 Muestras para investigación de Chlamydia trachomatis
7.3.2 Muestras para investigación de Micoplasmas urogenitales

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8 BIOPSIAS

9 MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE INFECCIONES
BACTERIANAS

10 MUESTRAS PARA INVESTIGACIÓN DE AGENTES INFECCIOSOS POR
TÉCNICAS DE BIOLOGÍA MOLECULAR

SECCIÓN PARASITOLOGÍA Y MICOLOGÍA

• INTRODUCCIÓN
• OBJETIVOS

MUESTRAS PARASITOLÓGICAS
• CONCEPTOS GENERALES
• TIPOS DE MUESTRAS MAS USUALES

1. MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO

1.1 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE TRACTO
GASTROINTESTINAL
1.1.1 Materia fecal
1.1.2 Espátula adhesiva
1.1.3 Muestras macroscópicas de parásitos entéricos
1.1.4 Muestras macroscópicas con pseudoparásitos
1.1.5 Sondeo duodenal
1.1.6 Aspirado de lesiones intestinales por rectosigmoidoscopía
1.1.7 Biopsias de intestino

1.2 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE PIEL

1.3 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO EN SANGRE

1.4 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO EN ORINA

1.5 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE SECRECIONES
VAGINALES

1.6 MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO DE SECRECIONES
BRONQUIALES

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1.7 MUESTRAS DE FLUÍDOS BIOLÓGICOS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO

1.8 MUESTRAS PARA CULTIVO PARASITOLÓGICO

1.9 MUESTRAS PARA TREPOINVESTIGACIÓN

2. MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE PARASITOSIS

MUESTRAS MICOLÓGICAS
• CONCEPTOS GENERALES
• TIPOS DE MUESTRAS MAS USUALES

3. MUESTRAS PARA ESTUDIO MICOLÓGICO

3.1 MUESTRAS PARA ESTUDIO DE MICOSIS SUPERFICIALES
3.1.1 Escamas de piel
3.1.2 Uñas
3.1.3 Cuero cabelludo
3.1.4 Lesiones mucosas
3.1.5 Heridas de piel
3.1.6 Secreciones vaginales
3.1.7 Secreciones balano-prepuciales
3.1.8 Lesiones corneales
3.1.9 Conducto auditivo externo

3.2 MUESTRAS PARA ESTUDIO DE MICOSIS DERMOHIPODÉRMICAS

3.3 MUESTRAS PARA ESTUDIO DE MICOSIS PROFUNDAS
3.3.1 Muestras de tracto respiratorio inferior
3.3.1.1 Expectoración
3.3.1.2 Lavado bronquioloalveolar
3.3.1.3 Biopsia de pulmón
3.3.2 Muestras de líquidos biológicos
3.3.2.1 LCR
3.3.2.2 Otros líquidos biológicos: pleural, peritoneal, humor acuoso, etc.
3.3.3 Muestras de biopsias: ganglio, hígado, médula ósea, córnea, piel, etc.
3.3.4 Muestras de lesiones de piel
3.3.5 Hemocultivos para hongos
3.3.6 Mielocultivo para hongos

4. MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE MICOSIS PROFUNDAS

BIBLIOGRAFÍA

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PRÓLOGO

El aseguramiento de la calidad según la norma ISO/8402 es el “conjunto de actividades
preestablecidas y sistemáticas implantadas en el marco del sistema de calidad, que se ha demostrado
son necesarias para dar confianza adecuada de que una entidad satisfará los requisitos para la
calidad”, dicha norma aplicada al Laboratorio Clínico según F.J. Gella es el “conjunto de acciones
sistemáticas encaminadas a proporcionar la adecuada confianza en los servicios que proporciona el
laboratorio para satisfacer las necesidades médicas precisas para la atención al paciente” conceptos
tomados en el borrador de la norma ISO/DIS 15189 de Sistema de Calidad en Laboratorio Clínico.
El conjunto de acciones sistemáticas parte desde el pedido del estudio hasta la llegada del informe
al médico tratante. Ese amplio tramo de procesos preanalíticos, analíticos y postanalíticos debe ser
protocolizado para asegurar procedimientos reproducibles que permitan asegurar la calidad del
proceso realizado. Dentro de ese contexto, este manual aporta en el área de la microbiología, sin
duda un fuerte respaldo al proceso preanalítico desde la solicitud, la obtención de la muestra, el
transporte, registro de criterios de calidad (rechazo) y conservación , que permiten al equipo de
salud involucrado en esta etapa tener una referencia normatizada.
La vasta experiencia de los profesionales que elaboraron este manual y la consulta bibliográfica
efectuada dan a esta publicación un fuerte respaldo académico y una visión práctica de los
procedimientos microbiológicos preanalíticos que sin duda garantizan la información y la
formación de los médicos, enfermeras y estudiantes, así como aseguran su manejo con propiedad
frente al paciente, fin prioritario de las acciones en el campo de la salud.

Prof. Dr. Walter Alallón

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Profesor Agregado Dra. CRISTINA BAZET UGALDE

Profesor Adjunto Dr. LEONARDO ANZALONE CANTONI

Profesor Adjunto Dr. JULIO BLANCO TOLOZA

Asistente Dra. GRISEL RODRÍGUEZ CUNS

Asistente Dra. VERÓNICA SEIJA

Asistente Dra. MARCELA LEGNANI CARDOSO

Post grado Dra. CRISTINA ARENAS

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TOMA DE MUESTRAS BACTERIOLÓGICAS INSTRUCTIVO
El diagnóstico de las enfermedades infecciosas se basa en el estudio de los síntomas y signos
clínicos, así como en la demostración de la presencia del agente, de productos o de la huella que
éste ha dejado en su contacto con el sistema inmune del individuo. El diagnóstico clínico es, en
muchos casos, orientador luego de evaluar los datos que ofrecen la historia clínica y la
exploración pero, la confirmación de un diagnóstico clínico requiere en enfermedades infecciosas
el diagnóstico etiológico que confiere el Laboratorio de Microbiología Clínica.

Toda la información diagnóstica que el laboratorio de microbiología puede proporcionar,
depende de la calidad de la muestra recibida. Por ello, una toma mal realizada, pobremente
recogida o mal transportada determinará un posible fallo en la recuperación de los agentes
patógenos, que puede inducir a errores diagnósticos, e incluso a un tratamiento inadecuado
del enfermo. Este hecho es bien conocido por los microbiólogos, no obstante la mayoría de las
muestras son obtenidas por otros profesionales de la salud en diversos servicios clínicos, por lo que
es necesaria la educación continua de dicho personal sanitario, al que hay que advertir del gasto
inútil y el error de los datos obtenidos a partir de un estudio realizado de forma inadecuada.

El OBJETIVO de este trabajo es realizar una puesta al día de la toma, transporte y conservación de
las muestras microbiológicas reseñando el material necesario, la técnica de obtención, volumen,
número y transporte de cada una de ellas, según las distintas localizaciones y características
especiales de aquellas o de los microorganismos a investigar.

Normas básicas generales:
• Las muestras deben venir acompañadas de su respectiva hoja de pedido donde deben llenarse
todos los datos solicitados por el laboratorio. En todos los casos es imprescindible: 1) nombre
completo, 2) Nº de Cédula de Identidad o Nº de registro, 3) edad, 4) sexo, 5) servicio,
policlínica o internación ( piso, sala, cama) 5) tipo de muestra : urocultivo, exudado de
herida quirúrgica de tórax, pus de colección intrabdominal, etc. 6) consignar si el paciente
recibió antibióticos en los últimos 7 días, si es así anotar nombre del ATB , dosis y vías de
administración.
• Los viales, tubos o frascos donde se colocan las muestras deben ser estériles con tapón
hermético. Las muestras se deben obtener antes de iniciar el tratamiento antibiótico o antiviral.
Cuando esto no es posible, se obtendrán justo antes de la administración de la dosis del
antimicrobiano, o tras 48 horas de finalizado el tratamiento.
• Hay situaciones en que es conveniente la toma junto a la cama del enfermo, como en
hemocultivos y líquido cefalorraquídeo (LCR), pero en otras es imprescindible realizarla en el
propio laboratorio como en exudados genitales que requieren una observación en fresco al
microscopio y/o siembra inmediata.
• En líneas generales en todas las localizaciones es necesario que la toma se efectúe en el sitio
exacto de la lesión con las máximas condiciones de asepsia que eviten la contaminación con
microbios exógenos, que la muestra nunca se ponga en contacto con antisépticos o

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desinfectantes, que la toma sea lo más precoz posible y ”siempre se prefieran los productos
purulentos recogidos por aspiración directa con jeringa o tejidos sospechosos, a las muestras
tomadas con hisopos o torundas con algodón.”
• Todas las situaciones no previstas en este manual deben ser consultadas con los especialistas
en Microbiología antes de tomar las muestras.
• En caso de no disponer de alguno de los sistemas de transporte recomendados consultar con la
Sección Microbiología que será la que deberá instrumentar las soluciones alternativas.
• Criterios de Rechazo de Solicitudes y/o Muestras: Si las solicitudes y/o las muestras no
cumplen los requisitos mínimos indispensables para su correcto procesamiento el laboratorio
deberá aclarar las discrepancias con el servicio que las envío, previo a su realización y en
algunos casos será imposible su procesamiento hasta tanto se envie la muestra correcta. Los
siguientes son algunos ejemplos de ello:
Discrepancia entre la identificación del paciente que figura en la solicitud del exámen y la
que figura en el contenedor de la muestra. Acción: Hablar con el servicio que envío la
muestra y no procesarla hasta que se solucione la discrepancia. Para muestras únicas ( LCR ,
materiales quirúrgicos) se procesará pero no se enviará el informe.
No se indica en la solicitud de exámen el tipo de muestra a analizar y/o procedencia
anatómica del mismo. Acción: Llamar al servicio que lo envío. No se procesará hasta tanto se
conozcan esos datos, imprescindibles para la realización del estudio.
Muestra enviada en frasco no estéril o con conservantes (formol). Acción: Informar al
servicio que lo envío y solicitar nueva muestra.
Muestra enviada en envase o tubo con pérdida o derrame Acción: No procesar. Esterilizar
la muestra y solicitar una nueva.
Muestra inadecuada para realizar el estudio solicitado. Acción: No procesar. Informar al
servicio que la muestra es inadecuada y cual muestra deberá enviar.
Cultivo anaerobio solicitado en exudado faríngeo, expectoración, orina, secreciones
vaginales, úlceras o fístulas entre otras. Acción: Comunicarse con el servicio y explicar las
razones.
Muestra en cantidad insuficiente para realizar los exámenes solicitados: Acción:
Solicitar muestra adicional, si no es posible establecer prioridades de procesamiento en
acuerdo con el médico tratante.
Muestras repetidas por más de una vez en el mismo día, excepto hemocultivos. Acción:
procesar una sola muestra por día y comunicarse al servicio para que justifique el
procesamiento de las muestras restantes.
Muestra evidentemente contaminada. Acción: Descartar la muestra y solicitar otra.

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1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO

1.1 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR
1.1.1 EXUDADO FARINGEO
Se utiliza para el diagnóstico de faringitis estreptocóccica. Excepcionalmente se pueden requerir
búsqueda de otros patógenos (por ejemplo: Neisseria gonorrhoeae) consultar con el laboratorio.
A. MATERIAL NECESARIO.
- Bajalenguas ( imprescindible)
- Hisopo de algodón con medio de transporte. ( Stuart , Amies)
B. TÉCNICA.
Bajo visión directa, con la ayuda del bajalengua, se tocará con el hisopo en todas las partes con
exudado, membranas o inflamación. Se deben frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior. En
lo posible no tocar la mucosa oral, lengua, úvula ni dientes.
C. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN.
Basta con un hisopo.
D. TRANSPORTE Y CONSERVACION.
Envío inmediato al laboratorio (no superior a 2 horas).
Si no es posible, conservar en heladera a 4ºC hasta 12 horas.
D. OBSERVACIONES.
Se investigará rutinariamente la presencia de Streptococcus beta-hemolítico del grupo A (S.
pyogenes) y otros grupos beta hemolíticos como C y G.

1.1.2 CAVIDAD OROFARINGEA.
Esta muestra se emplea habitualmente para el diagnóstico de la llamada "Angina de Vincent". Este
tipo de muestra conviene realizarla en el Laboratorio de Microbiología, coordinando con un
Microbiólogo.
- Hisopo de algodón sin medio de transporte.
- Porta objetos limpios.
B. TÉCNICA.
- Se pedirá al paciente que se enjuague la boca con agua.
- Tras enjuagar la boca, frotar o raspar las lesiones con una espátula o con un hisopo y hacer una
extensión sobre un porta objetos.
1 extensión en porta objeto + 1 hisopo.
No requiere medidas especiales para su transporte y conservación.

1.1.3 SENOS PARANASALES.
Es un procedimiento médico. Se realiza la punción-aspiración de los mismos, lo que requiere un
especialista en O.R.L.. Este tipo de muestra no se realiza de rutina en caso de sinusitis aguda, sino

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que en general se reserva para casos de sinusitis crónica, para aquellos casos que no responden al
tratamiento instaurado y en aquellos casos que el especialista considere necesario.
- Yodo povidona al 10%
- Recipiente estéril.
- Medio de transporte para anaerobios.
- Material quirúrgico de O.R.L.
B. TÉCNICA.
- Desinfectar el lugar de la punción con Yodo povidona
- Introducir una aguja en el antrum maxilar por debajo del cornete inferior, o en el seno frontal por
debajo del marco supraorbital del ojo.
- Aspirar el líquido del seno. Cuando no se obtenga líquido, instilar 1 ml de suero salino estéril y
aspirarlo nuevamente.
- Inyectar la muestra en un medio de transporte para anaerobios o en su defecto tubo estéril.
Se intentará obtener al menos 1 ml de muestra.
D. TRANPORTE Y CONSERVACIÓN.

1.1.4 EXUDADO NASAL
Esta muestra solo se utiliza para buscar portadores de S.aureus o en el diagnóstico etiológico de
impétigo. No es útil para el diagnóstico etiológico en casos de rinitis, rinosinusitis ni en casos de
otitis media ni cuadros respiratorios altos prolongados Recordamos que alrededor del 30% de la
población es portadora de este microorganismo a nivel nasofaríngeo por lo cual su hallazgo no tiene
habitualmente significancia clínica salvo en situaciones especiales. En el personal de salud sólo se
realizará la búsqueda de portadores en el caso de brotes de infecciones en los que no se ha
encontrado otra fuente de infección. Este tipo de investigación se realizará en coordinación con el
Comité de Infecciones Hospitalarias, quien determinará la oportunidad de su realización.
A.MATERIAL NECESARIO.
- Hisopo de algodón con medio de transporte.
B. TÉCNICA.
Tomar muestra profunda de ambas fosas nasales con el mismo hisopo, previamente embebido en
suero fisiológico estéril.
Basta con un hisopo.
D. OBSERVACIONES.
Se deberá consignar en el boleto de pedido si hay lesiones o costras a nivel nasal. (muy
importante)

1.1.5 MUESTRAS DE OÍDO
1.1.5.1 CONDUCTO AUDITIVO EXTERNO
Solo se utiliza para conocer la etiología en caso de otitis externa. Suele tratarse de muestras de mala
calidad y en ningún caso resultan representativas de los microorganismos existentes en el oído
medio.

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A MATERIAL NECESARIO.
- Hisopos de algodón con medio de transporte
- Suero fisiológico estéril
B. TÉCNICA.
Primero limpiar posibles restos de pus o secreciones del conducto auditivo externo con hisopo
humedecido en suero fisiológico y descartar. Luego tomar muestra del oído indicado o de ambos
por separado frotando con nuevo hisopo contra las paredes.
Un hisopo para cada oído.

1.1.5.2 OIDO MEDIO- TIMPANOCENTÉSIS
Se reserva para el diagnóstico etiológico en casos de otitis media que no ha respondido al
tratamiento, que se presenta en pacientes inmunodeprimidos, en otitis crónica y en aquellos casos
que el médico considere necesario.
- Hisopos estériles.
- Recipiente estéril.
- Yodo povidona al 10%.
B. TÉCNICA.
Timpanocentésis: Debe obtener la muestra un especialista en O.R.L.
Se limpiará el canal auditivo externo con un hisopo impregnado en Yodo povidona.
Se puncionará el tímpano a través de un otoscopio estéril. La muestra se enviará en un tubo estéril.
Si se desea la investigación de anaerobios, se enviará el fluido en un medio de transporte específico.
Las muestras en hisopo no sirven para cultivo de anaerobios.
Muestras con tímpano roto: Tras la limpieza del canal externo se tomará la muestra con hisopo a
través de un otoscopio estéril. Estas muestras no son válidas para anaerobios, y además el fluido
suele colonizarse con flora del conducto auditivo externo, con lo que la interpretación de los
resultados es siempre complicada.
C. NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN.
Se intentará obtener la mayor cantidad de exudado posible.
D. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN.

1.1.6 MUESTRAS OCULARES.
Por vecindad estas muestras se estudian con las del tracto respiratorio superior.

1.1.6.1 EXUDADO CONJUNTIVAL
Este tipo de muestras sirve para el diagnóstico de conjuntivitis de causa bacteriana. Estas son a
menudo unilaterales. De todas maneras se solicita que se haga la toma de muestra de ambos sacos
conjuntivales por separado, de manera de poder valorar la flora normal. Siempre que sea posible se
realizará la toma de muestra en el Laboratorio de Microbiología.
- Hisopos con medio de transporte.

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- Suero fisiológico estéril.
B. TECNICA.
- Debe obtenerse la muestra antes de la instilación de los analgésicos locales, colirios o antibióticos.
- Con un hisopo mojado en suero fisiológico frotar sobre la conjuntiva tarsal inferior y el fórnix de
afuera hacia adentro.
- Para la investigación de Chlamydia trachomatis, everter el párpado y frotar con una torunda la
superficie conjuntival con hisopo provisto por el laboratorio para investigación de Chlamydias.
Deberá utlizarse un hisopo para cada ojo.
El transporte deberá ser inmediato. Cuando no sea posible, se utilizarán hisopos con medio de
transporte tipo Stuart o Amies, que se mantendrán a temperatura ambiente. Para Chlamydia se
utilizará un medio de transporte específico que depende de cada laboratorio.
E. OBSERVACIONES.
Los cultivos de conjuntiva preoperatorios no son útiles. El número y tipo de microorganismos de la
conjuntiva normal varía diariamente, por lo que estas muestras no son válidas, excepto en el caso de
signos inflamatorios a nivel ocular.

1.1.6.2 RASPADOS CORNEALES.
Es un procedimiento médico. La toma de muestra la realizará un Oftalmólogo en el Laboratorio de
Microbiología en coordinación con un Microbiólogo. Si esto no es posible se avisará previamente al
Servicio de Microbiología que desplazará al personal y/o material necesario para ello.
- Espátula de platino flexible o ansa bacteriológica nueva o descartable.
- Anestésico local.
- Portaobjetos limpios con círculos marcados.
- Caja de Koplin con metanol al 95%.
B. TECNICA.
- Instilar uno o dos gotas de anestésico.
- Realizar el raspado de múltiples áreas de ulceración con la espátula de Kimura .
- El material obtenido se siembra en lo medios provistos por el laboratorio.
- Parte del material se colocará en el circulo de un portaobjetos limpio.
- Fijar el portaobjetos en Metanol durante 5-10 minutos.
Mínimo 1 portaobjetos y medios de cultivos con varias improntas corneales.
Una vez fijados los portaobjetos no requieren medidas especiales para su transporte y conservación.
Los medios se transportarán en forma inmediata al Laboratorio de Microbiología.

1.2 MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
1.2.1 EXPECTORACIÓN
En las condiciones habituales de la clínica diaria, no es una muestra representativa de la situación
existente en el tracto respiratorio inferior por su mezcla con secreciones procedentes de todo el
árbol traqueo-bronquial y con la flora saprófita de la orofaringe. No obstante es un método fácil y
rápido cuya utilidad o relación entre resultado obtenido y verdadera etiología depende en gran

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medida de su correcta obtención, control de calidad antes de iniciar su procesamiento, tipo de
agente que se pretenda detectar y valoración adecuada del resultado.
A.MATERIAL NECESARIO.
- Frasco estéril de boca ancha y hermético.
- Suero fisiológico estéril y nebulizador ocasionalmente.
B.TÉCNICA O METODOLOGÍA DE OBTENCIÓN DE LA MUESTRA.
- Enjuagar la boca con agua destilada estéril o solución salina.
- Obtener el esputo tras una expectoración profunda luego de un esfuerzo de tos, preferentemente
matinal.
- La muestra debe provenir del sector bajo del tracto respiratorio.
La saliva no sirve para realizar este estudio.
- De no producirse expectoración espontánea, puede inducirse el esputo con nebulizaciones de suero
fisiológico estéril tibio (15 ml durante 10 minutos), siendo útil además realizar un drenaje postural
o fisioterapia respiratoria.
C.VOLUMEN MÍNIMO.
De 2 a 10 ml, si es posible.
D.TRANSPORTE Y CONSERVACION.
E.OBSERVACIONES.
- Es preferible realizar la toma antes de instaurar el tratamiento antibiótico.
- No es útil para anaerobios.
- No son inoculables las secreciones de sospechosa procedencia.
- La expectoración debe rechazarse hasta obtener un esputo de calidad suficiente (mas de 25
leucocitos polimorfonucleares y menos de 10 células epiteliales por campo 100x).
- Si no se obtiene muestra representativa del tracto respiratorio inferior, es inútil insistir con esta
técnica diagnóstica.
- Si el pedido incluye baciloscopía se deben recoger 3 muestras en 3 días sucesivos. Mientras
conservar en la heladera a 4ºC hasta el tercer día y llevar las 3 muestras juntas al laboratorio.

1.2.2 ASPIRADO TRAQUEAL O SECRECIONES TRAQUEALES
Esta muestra se utiliza fundamentalmente para valorar la colonización del tracto respiratorio en el
paciente ventilado. Tiene valor análogo al esputo por su contaminación con la flora orofaríngea. No
obstante un resultado de cultivo semicuantitativo de 3 o 4 cruces ( desarrollo en 3 o 4 cuadrantes de
la placa de Petri ) se correlaciona bien con la etiología de la neumonía en el paciente ventilado.
Esta muestra se obtiene con sonda de aspiración por personal de enfermería debidamente entrenado.
Se enviará al laboratorio en tubo estéril o en tubuladura de suero.
Tiene las mismas consideraciones que la expectoración.

1.2.3 PUNCION TRANSTRAQUEAL.
Es un procedimiento médico.
- Guantes, campos, gasa estériles.
- Alcohol etílico o isopropílico al 70%.
- Suero fisiológico.
- Jeringas estériles.

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- Aguja y catéter nº 14-16 (de subclavia).
- Anestésico local / lidocaína al 1-2% con adrenalina.
B. TÉCNICA O METODOLOGÍA DE OBTENCIÓN DEL PRODUCTO.
- Técnica a realizar por personal entrenado.
- Desinfección de la piel con Yodo povidona.
- Introducción del catéter por punción a través de la membrana cricotiroidea, inyectar suero
fisiológico y aspirar.
C. VOLUMEN DE LA MUESTRA.
La máxima cantidad de aspirado posible.
Colocar la muestra en un medio de transporte para anaerobios.
Envío inmediato al laboratorio. (no superior a 2 horas)
E. OBSERVACIONES.
- Útil en el diagnóstico de anaerobios.
- Útil en enfermos graves que no expectoran o lo hacen con esputos de mala calidad.
- Indicado ante neumonías que responden mal al tratamiento empírico y neumonía nosocomial.
- No aconsejable en enfermedad obstructiva crónica ni en enfermos hospitalizados durante largo
tiempo ya que pueden encontrarse muy colonizados. Contraindicado en hipoxia severa y trastornos
de coagulación. Posibles complicaciones como enfisema subcutáneo o hemoptisis.

1.2.4 MUESTRAS OBTENIDAS A TRAVÉS DE FIBROBRONCOSCOPIO.
Son todos procedimientos médicos.
En términos generales las muestras obtenidas por fibrobroncoscopía salvo el cepillado bronquial por
catéter protegido, son muestras contaminadas en mayor o menor grado con flora orofaríngea.
- Material específico para broncoscopía.
- Recipiente estéril hermético.
- Tubo estéril con 1 ml de suero fisiológico.
- Material de corte estéril.
B. TRANSPORTE V CONSERVACION.
Enviar inmediatamente al laboratorio.
D. TÉCNICA O METODOLOGÍA DE OBTENCIÓN DEL PRODUCTO.
Técnica a realizar por personal entrenado.

Pueden emplearse las siguientes:
1.2.4.1 BRONCOASPIRADO (BAS).
Recogida de secreciones respiratorias a través de fibrobroncoscopio, pudiendo introducirse de 3 a 5
ml de suero fisiológico previo a la aspiración. Con menor grado de contaminación que el esputo.
1.2.4.2 CEPILLADO BRONQUIAL CON CATÉTER PROTEGIDO
Cepillado de la mucosa bronquial del lóbulo afectado a través de un fibrobroncoscopio mediante un
cepillo protegido por un doble catéter ocluido distalmente para evitar la contaminación de vías
altas.
1.2.4.3 LAVADO BRONCOALVEOLAR
Lavado de un segmento pulmonar (lóbulo medio o língula) previo anclado del broncoscopio,
introduciendo de 20 a 50 ml de suero fisiológico. Los primeros 10 ml que se aspiran se deben
descartar.

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Indicado especialmente en procesos pulmonares intersticiales. (Neumonía en pacientes en
asistencia respiratoria mecánica)
De escasas complicaciones, pero no obvia la contaminación orofaríngea cuyo problema puede
disminuirse si se inserta un tubo endotraqueal para pasar el broncoscopio.
1.2.4.4 LAVADO BRONCOALVEOLAR A CIEGAS
Utiliza los mismos principios que los lavados a través de fibrobroncoscopio pero se realiza sin este.
Esta maniobra debe ser realizada por personal médico debidamente entrenado.
1.2.4.5 BIOPSIA TRANSBRONQUIAL.
Obtención de tejido pulmonar mediante técnica broncoscópica.
Posible contaminación de la pinza de biopsia.
Complicaciones: neumotórax, hemorragia.

1.2.5 MUESTRAS OBTENIDAS POR ABORDAJE PERCUTÁNEO.
Son todos procedimientos médicos.
Dentro de las técnicas invasivas son las que permiten la obtención de muestras más representativas
del parénquima pulmonar, no obstante, sólo deben emplearse cuando fracasen otros métodos menos
invasivos o cuando la situación del enfermo haga imprescindible conocer el diagnóstico etiológico.
- Material quirúrgico específico para punción.
- Recipiente estéril y hermético.
- Formol al 10%.
B.VOLUMEN MÍNIMO.
Si es un producto de aspiración, la mayor cantidad posible. Si es una pieza de biopsia, una cuña de
3ml, cuando sea posible.
B. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN.
Si es un producto de aspiración, depositar en tubo estéril.
Si es una pieza de biopsia se divide en dos fragmentos: uno se coloca en suero fisiológico para
estudio microbiológico y otro en formol al 10% para estudio anatomopatológico.
Debe enviarse inmediatamente al laboratorio.
D. TÉCNICA O METODOLOGIA DE OBTENCION DEL PRODUCTO.
Técnica a realizar por personal entrenado.
Pueden emplearse las siguientes:

1.2.5.1 PUNCION PULMONAR ASPIRATIVA TRANSTORÁCICA.
Obtención del exudado de las lesiones pulmonares a través de una punción transtorácica con aguja
ultrafina con control radioscópico o ecográfico.
Debe aplicarse ante infiltraciones densas (no intersticiales) y sobre todo si son periféricas.
Contraindicado en pacientes con bullas, trastornos de coagulación y sospecha de hidatidosis.
Posibles complicaciones, como neumotórax y hemoptisis.
Es una muestra ideal para estudio en infección anaerobia grave en niños, especialmente en edades
tempranas.
1.2.5.2 PUNCION BIÓPSICA PULMONAR.
Biopsia transtorácica con trocar. Sólo en casos excepcionales y en caso de lesiones muy periféricas
debido al alto riesgo de neumotórax.
1.2.5.3 BIOPSIA PULMONAR CON TORACOSCOPIO.

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1.2.5.4 BIOPSIA PULMONAR POR TORACOTOMÍA.
Permite la selección visual del área neumónica a cielo abierto.

2 SANGRE

2.1 HEMOCULTIVOS
· frascos de hemocultivo proporcionados por el Laboratorio de Microbiología..
· ligadura de goma.
· jeringas y agujas de punción i/v.
· gasas estériles.
· guantes estériles.
· alcohol etílico o isopropílico al 70%.
· Yodo povidona al 10%.
B. OBTENCION DE LA MUESTRA.
El procedimiento de extracción de sangre para la realización de hemocultivos se debe realizar
cumpliendo las máximas precauciones de asepsia.
1. Lavarse las manos.
2. Colocar ligadura y campo estéril.
3. Palpar la vena a puncionar.
4. Realizar antisepsia con alcohol 70% en una zona de piel de unos 10 cm de diámetro
alrededor del sitio de punción. Se comenzará por el centro y se irán haciendo círculos
concéntricos hacia el exterior.
5. Repetir el procedimiento utilizando Yodo povidona al 10%.
6. Dejar actuar 1-2 minutos, esto es : hasta que se seque el antiséptico sobre la piel.
7. Mientras actúa el iodóforo, desinfectar el tapón de goma del frasco de hemocultivo con
alcohol 70%.
8. Colocarse los guantes estériles.
9. Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera necesario
palpar nuevamente la vena se cambiarán los guantes estériles y se realizará nueva
antisepsia de piel.
10. Inyectar directamente la sangre en el frasco. No es necesario cambiar de aguja.
11. Mover los frascos para que la sangre y el medio de cultivo se mezclen.
12. Para frascos de sistemas automatizados, retirar las tirillas de las botellas y pegarlas en la
hoja de pedido correspondiente al paciente. En ningún caso se rotulará o pegará ningún tipo
de etiqueta adhesiva sobre los códigos de barras de las botellas.
C. VOLUMEN DE LA MUESTRA.
La cantidad de sangre a introducir en cada botella es de 10 ml en el caso de pacientes adultos.
En caso de neonatos y niños pequeños en que no se pueden obtener volúmenes grandes de sangre,
es suficiente una cantidad 1-5 ml por frasco. En estos casos se utilizan botellas de hemocultivo
pediátrico.
D. NÚMERO DE MUESTRAS.
Dos hemocultivos por paciente, previos al tratamiento antimicrobiano. El intervalo de tiempo entre
las extracciones es suficiente con una hora, pero cuando exista una gran urgencia en iniciar el

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tratamiento, este intervalo puede acortarse hasta 15 minutos o se pueden extraer dos muestras
simultaneas de diferentes sitios de punción. En caso de endocarditis subaguda se recomienda
aumentar a tres frascos de hemocultivo repartidos en 24 horas y en caso de que la primera serie
sea negativa, obtener tres muestras más al día siguiente. Si el paciente está recibiendo antibióticos
puede ser necesario obtener otra serie de hemocultivos al tercer día.
E. TRANSPORTE.
Deben enviarse en forma inmediata al laboratorio una vez finalizada la serie. Mientras, mantener a
temperatura ambiente. Nunca debe refrigerarse ni congelarse.
F. OBSERVACIONES.
• Cuando no haya venas accesibles puede realizarse la extracción de sangre arterial. No son
adecuadas las muestras extraídas a través de catéteres.
• En caso de sospecha de determinados microorganismos (Brucella spp, Leptospiras,
Micobacterias, Hongos, etc) ponerse en contacto con el Laboratorio de Microbiología.
• En caso que el paciente esté recibiendo antibióticos realizar la toma previo a la administración
de la dosis de antimicrobiano.
• Si se evita conversar durante la toma de la muestra no es necesario colocarse tapabocas.
• En sala de inmunodeprimidos sí es aconsejable el uso de gorro y tapabocas.

2.2 CATÉTERES INTRAVASCULARES
El estudio de catéteres que se realiza en forma rutinaria a nivel del Laboratorio de Microbiología es
la técnica semicuantitativa de Maki. Esta técnica permite valorar la contaminación extraluminal del
catéter, principal mecanismo por el cual se contaminan los catéteres de corta permanencia y pueden
llegar a ser el origen de una bacteriemia.
- Guantes estériles.
- Gasas estériles.
- Pinzas y tijeras estériles.
- Recipiente estéril con tapa de rosca.
B. OBTENCIÓN DEL PRODUCTO.
- Desinfectar con alcohol al 70% una zona de piel de unos 10 cm correspondiente a la zona de
entrada del catéter. Hacerlo en forma de círculos comenzando por el centro.
- Repetir la misma operación, pero con iodóforo, dejando que se seque.
- Retirar el catéter con la máxima asepsia.
- Ayudándonos de las pinzas y las tijeras estériles, cortar los 5 cm dístales del catéter que
corresponden a la porción intravascular.
- Introducir el segmento de catéter en un recipiente estéril correctamente identificado.
C. TAMAÑO DE LA MUESTRA.
5 cm de la porción más distal. Porciones mayores dificultan el procesamiento en el laboratorio.
D. TRANSPORTE.
La muestra deberá enviarse al laboratorio en un periodo inferior a 30 minutos. Cuando esto no sea
posible deberá conservarse a 4°C por 12 horas como máximo.

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3 MUESTRAS DEL TRACTO URINARIO

3.1 UROCULTIVO Orina obtenida por “ Chorro medio”

- gasas estériles.
- jabón neutro.
- recipiente de boca ancha con tapa de rosca hermético y estéril.
B. OBTENCIÓN DEL PRODUCTO.
La muestra idónea es la primera micción de la mañana, ya que permite la multiplicación de
bacterias durante la noche.

3.1.1 TÉCNICA PARA MUJERES.
- Lavarse las manos cuidadosamente con agua y jabón, enjuagar con agua y secar con una toalla
limpia.
- Se separarán los labios mayores y menores, y los mantendrá separados en todo momento hasta que
se haya recogido la orina.
- con una gasa enjabonada se lava bien la vulva pasándola de delante hacia atrás, se repetirá el
proceso un total de 4 veces.
- enjuagar cuidadosamente con agua para eliminar los restos de jabón.
- se indicará a la paciente que orine desechando el primer chorro ( 20-25 primeros mililitros ) tras lo
cual y sin interrumpir la micción, se recogerá el resto de la orina en el recipiente , el cual se cerrará
inmediatamente.
- el frasco debe sujetarse para que no tome contacto con pierna, vulva o ropa del paciente. Los
dedos no deben tocar el borde del frasco o su superficie interior.
3.1.2 TÉCNICA PARA HOMBRES.
- lavado de las manos con agua y jabón.
- retraer completamente el prepucio, que se mantendrá así en todo momento, hasta que se haya
recogido la orina.
- limpiar el glande con jabón neutro.
- eliminar los restos de jabón enjuagándolo con agua.
- se pedirá al paciente que orine desechando el primer chorro, los primeros 20-25 mililitros y sin
interrumpir la micción, recoger el resto de la orina en el recipiente estéril.

3.2 OBTENCIÓN DE ORINA PARA UROCULTIVO EN EL
PACIENTE CON SONDA VESICAL
- gasas.
- alcohol 70º o Yodo povidona 10%.
- jeringa o aguja estéril.

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- recipiente estéril.
B. OBTENCIÓN DE LA ORINA.
1. Si es posible realizar la toma inmediatamente luego del recambio de la sonda.
2. Pinzar la sonda a 10 cm del meato durante 1 a 2 dos horas como máximo.
3. Sin despinzar, desinfectar la sonda con Yodo povidona al 10 %, a 3-4 cm por encima de la
pinza.
4. Extraer orina puncionando la sonda con jeringa y aguja.
5. Colocar la orina en frasco estéril.

3.3 PUNCIÓN SUPRAPÚBICA
Indicaciones. Evidencia clínica de infección urinaria con recuentos bajos o nulos, neonatos y
lactantes y urocultivos repetidos con dos o más bacterias.
La punción suprapúbica requiere un buen conocimiento de la técnica y de las precauciones que hay
que adoptar, con rigurosa asepsia, descartando problemas de hemostasia y con la vejiga palpable y
previa desinfección y anestesia local; se punciona ésta a 1,5 cm de la sínfisis pubiana, en la línea
media, estando el paciente en decúbito supino, con una jeringa de 10 ml y con aguja larga (calibre
19) se aspira el contenido vesical. En caso de orina obtenida por punción suprapúbica se enviará al
laboratorio lo antes posible. Colocar la muestra en frasco estéril. Se debe indicar en la hoja de
pedido la técnica empleada para su extracción (dato importante a la hora de valorar el recuento de
colonias).
C. VOLUMEN MÍNIMO DE LA MUESTRA.
Es suficiente un volumen de orina de 5-10 ml.
D. TRANSPORTE.
La orina debe llegar al laboratorio en el plazo de una hora. Cuando esto no sea posible debe
refrigerarse a 4ºC durante un tiempo máximo de 12 horas.
E. OBSERVACIONES.
Para la búsqueda de micobacterias, la orina se recoge por técnica de chorro medio, durante 5 días
consecutivos. En este caso el volumen de orina no debe ser inferior a 300 ml por muestra. Se
elegirá preferentemente la primera micción de la mañana.

4 LÍQUIDOS BIOLÓGICOS

4.1 LIQUIDO CEFALORRAQUÍDEO

4.1.1 LCR POR PUNCIÓN LUMBAR
Es un procedimiento médico
- Campos estériles.
- Gasas estériles.
-Jeringas de 5-10 ml.

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-Agujas de punción IM.
-Trócares de punción lumbar de varios tamaños.
-Tubos cónicos limpios y estériles con tapón de rosca. Es necesario que estén totalmente limpios,
no alcanza con que estén sólo estériles pues la presencia de bacterias muertas por la esterilización
puede inducir a errores por tinciones falsamente positivas. No se deben usar tampoco frascos que
hayan contenido medicamentos como por ejemplo antibióticos aunque estén estériles, porque
restos de medicación pueden tener efecto antimicrobiano y negativizar los cultivos.
B. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA.
- Se obtendrá antes de instaurar cualquier terapéutica antibiótica.
- Quien realice la toma de la muestra deberá lavarse las manos previo al procedimiento, colocarse
sobretúnica y guantes estériles.
- Se localiza la zona elegida para la punción lumbar mediante palpación de los espacios
intervertebrales una vez colocado el paciente en la posición adecuada.
- Se desinfecta con alcohol al 70% una zona de uso 10 cm de diámetro en el área elegida, la
aplicación del desinfectante se hace de forma concéntrica del centro a la periferia.
- Se coloca campo estéril
- Se repite la operación con Yodo povidona que se deja secar durante un minuto.
- Realizar la punción entre los espacios intervertebrales L3-L4, L4-L5 o L5-S1, siguiendo las
normas de la más estricta asepsia.
- Al llegar al espacio subaracnoideo retirar el estilete y dejar salir libremente el líquido
cefalorraquídeo que se recogerá en tres tubos, sin conservantes, con tapón de rosca.
El primer tubo es el que debe enviarse para el estudio bioquímico, el segundo para el estudio
microbiológico y el tercero para investigación de células (este suele ser el más transparente aunque
la punción haya sido traumática). No obstante, el tubo más turbio se enviará a Microbiología.
C. VOLUMEN MÍNIMO.
- Para el estudio bacteriológico rutinario es suficiente 1 ml, aunque es preferible disponer de
volúmenes superiores.
- Para hongos o micobacterias se necesitan al menos 2 ml adicionales más por cada uno de los
estudios, siendo deseable llegar a los 10 ml.
- Para estudio de virus se necesita por lo menos 1 ml más.
D. TRANSPORTE.
El producto debe enviarse inmediatamente al laboratorio, pues alguno de los agentes etiológicos
como S. pneumoniae, pueden lisarse rápidamente a partir de una hora tras su recogida. Si no es
posible se mantendrá en estufa a 35-37ºC y una parte se incubará en un frasco de hemocultivo que
se mantendrá en idénticas condiciones hasta su procesamiento en el laboratorio. Si no se dispone de
estufas se mantendrá a temperatura ambiente. Nunca deberá refrigerarse pues se puede afectar la
viabilidad de N. meningitidis y H. influenzae.
En el LCR no se estudian rutinariamente anaerobios. En caso de solicitar esta investigación se
enviará en un medio de transporte de líquidos para estudio de anaerobios o en frasco de
hemocultivo anaerobios.
Las muestras para el estudio de virus se enviarán en hielo, si el envío se retrasa más de 24 horas, se
deberá de conservar a -70ºC.
E. OBSERVACIONES.
• Como la meningitis suele surgir por un proceso bacteriémico se solicitarán simultáneamente
hemocultivos, pudiendo ser así mismo estudiadas las posibles lesiones metastásicas cutáneas.
• Es necesario que el médico señale claramente las investigaciones solicitadas (bacterias
habituales, micobacterias, anaerobios, hongos o virus).

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4.1.2 -LCR EN PACIENTES CON SHUNTS VENTRICULARES:
4.1.2.1 LCR obtenido de reservorio subcutáneo , Ommaya .
Esta toma debe ser consultada previamente con el especialista, neurocirujano a ver si es factible su
realización.
Hacer la toma del lugar de recolección del reservorio previa desinfección y antisepsia.
4.1.2.2 LCR obtenido del circuito del derivación.
Si no es posible obtener LCR por punción del reservorio se obtendrá abriendo el circuito haciendo
una buena desinfección del sitio.

4.2 OTROS LÍQUIDOS BIOLÓGICOS : PERITONEAL (ASCITIS),
PERICÁRDICO, PLEURAL, ARTICULAR
En este apartado trataremos de líquidos orgánicos, habitualmente estériles, salvo LCR. La toma de
muestra, para la obtención de estos líquidos, es un procedimiento médico que requiere de ciertos
cuidados para obtener una muestra adecuada para el examen microbiológico.
- Campos estériles.
- Gasas estériles.
- Jeringas y agujas estériles. No se deben utilizar jeringas heparinizadas, pues la heparina lleva
conservantes que pueden interferir la viabilidad de los microorganismos.
- Recipientes estériles con tapón de rosca.
- Recipientes estériles de boca ancha (ejemplo: .el frasco de urocultivo).
- Sistemas de transporte de líquidos para estudio de anaerobios.
- Frascos de hemocultivos.
B. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA.
Varía dependiendo del líquido corporal que se trate, pero siempre deberá seguirse una técnica
rigurosamente aséptica. La muestra se obtiene por punción y se coloca en recipientes adecuados
para su envío al laboratorio. Siempre que sea posible evitar el uso de hisopos.-
-Realizar antisepsia de piel con alcohol, haciendo círculos concéntricos desde el centro hacia la
periferia en una zona de unos 10 cm de diámetro.
- Repetir el paso anterior con Yodo povidona al 10%, dejando secar durante un minuto. En
pacientes con hipersensibilidad al yodo, realizar la desinfección con alcohol 70%, dos veces
consecutivas.
- La toma se hace por punción percutánea (toracocentesis, paracentesis, punción pericárdica o
punción articular) de forma aséptica para evitar la contaminación por la flora cutánea o ambiental.
- Una vez realizada la toma se retira la yodo povidona de la piel con un apósito impregnado en
alcohol al 70%.
- Más raramente se pueden realizar tomas de estas localizaciones en el transcurso de intervenciones
quirúrgicas. En esta circunstancia debe desaconsejarse el uso de hisopos, siendo preferible también
la aspiración; se utilizarán hisopos sólo si el contenido no puede ser aspirado.

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C. VOLUMEN MÍNIMO.
Para el estudio bacteriano rutinario es suficiente de 1 a 10 ml. Cuando se requiera la investigación
de Mycobacterium spp. u hongos se enviará un volumen superior a 10 ml.
D. TRANSPORTE.
Si es necesario evitar la coagulación de algunos de estos líquidos se usará heparina sin
conservantes; otros anticoagulantes pueden tener acción antibacteriana.
Los recipientes idóneos son tubos estériles de tapón de rosca o de presión negativa sin conservantes.
Se llenarán hasta cerca del tapón, de esta forma pueden ser útiles para el estudio de anaerobios,
especialmente si la muestra es purulenta.
Los viales o tubos prerreducidos para el transporte de muestras para el estudio de anaerobios se
emplearán en aquellos casos en que se sospeche este tipo de microorganismos.
Frascos de Hemocultivos: Este es un sistema adicional a los anteriores. Está particularmente
indicado cuando el envío se puede retrasar o en los líquidos que pueden coagularse. Si se sospecha
anaerobios emplear uno adecuado para estas bacterias. Con su uso se ha incrementado el
aislamiento bacteriano en peritonitis espontáneas o en las asociadas a diálisis peritoneal ambulatoria
crónica. También se recomienda como transporte de líquidos articulares.
En ningún caso se aceptaran hisopos embebidos en el líquido.
Las muestras deben ser enviadas inmediatamente al laboratorio.
E. OBSERVACIONES.
Cuando se utilice una anestesia local, hay que cambiar de jeringa y aguja para hacer la extracción
de la muestra, ya que los anestésicos pueden inhibir el crecimiento bacteriano.

4.3 LÍQUIDO DE DIALISIS PERITONEAL CRÓNICA AMBULATORIA
- La muestra del líquido de diálisis peritoneal crónica ambulatoria debe ser la propia bolsa que lo
contiene.
- La bolsa se enviara de inmediato al Laboratorio para su procesamiento o se conservará en la
heladera hasta 12 horas.

5 PIEL Y TEJIDOS BLANDOS.
• El espécimen de elección en el caso de infecciones de piel y partes blandas depende del
carácter de la lesión y no de los microorganismos que se sospechen.
• Para las lesiones abiertas, se debe remover la flora y detritus superficiales antes de recolectar la
muestra de los márgenes de avance de la lesión.
• En caso de lesiones secas o costrosas los cultivos no están recomendados salvo que presenten
exudado.
• En el caso de abscesos cerrados la recolección se realizará con aguja y jeringa de la pared del
mismo, previa antisepsia de piel.
• En el caso de abscesos abiertos se debe decontaminar primero como en el caso de heridas
abiertas.
• Las quemaduras se cultivan luego de una extensa limpieza y debridamiento. Se recomiendan
cultivos de biopsia ya que los cultivos superficiales pueden ser poco representativos de lo que
sucede en la profundidad del tejido.

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5.1 HERIDAS SUPERFICIALES Y ABSCESOS ABIERTOS.
-Jeringa y aguja estériles.
-Recipientes estériles con tapa de rosca.
-Hisopos con medio de transporte tipo Stuart-Amies.
B. TECNICA.
- Lavar con suero fisiológico estéril cuidadosamente la superficie de la herida para retirar la flora
colonizante.
- Recoger el pus mediante jeringa y aguja, aspirando preferentemente de zonas profundas.
- Cuando la muestra sea insuficiente, instilar suero o solución de Ringer lactato y aspirarlo
nuevamente en la jeringa.
- Cuando los procedimientos anteriores no sean factibles podrá efectuarse un frotis de los bordes de
la herida con un hisopo.
Para muestras líquidas se intentara obtener 1-10 ml. En el resto de las ocasiones se enviará la
máxima cantidad posible.
El envío al laboratorio debe ser inmediato. Se utilizará para el envío tubos estériles con tapa rosca.
La jeringa de la extracción será evacuada en el recipiente en que se hará el envío. La práctica de
colocar un tapón de goma en la aguja ( usando la jeringa como recipiente de transporte) debe
deshecharse por el riesgo para el personal de sufrir un pinchazo con una aguja contaminada con
líquidos orgánicos. No olvidar identificar la muestra adecuadamente y si no puede procesarse antes
de 2 horas usar medio de transporte.
E. OBSERVACIONES.
Las muestras recibidas en hisopo son de escasa rentabilidad y deben obtenerse sólo en
circunstancias muy excepcionales, cuando no se pueda recoger la muestra por otros métodos.
Es importante especificar sitio anatómico de donde se realizó la toma de muestra.

5.2 ABSCESOS CERRADOS.
- Gasas estériles.
- Jeringa estéril.
- Aguja IM.
B. TECNICA.
- Realizar antisepsia de la zona a puncionar con alcohol al 70%, de forma concéntrica comenzando
por el centro. Abarcar una zona de unos 10 cm.

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- Repetir la operación con Yodo povidona. En pacientes con hipersensibilidad al yodo, se utilizará
alcohol 70 % dos veces consecutivas.
- Dejar secar al menos 1 minuto para que el antiséptico ejerza su acción.
- Realizar una punción-aspiración del absceso con jeringa y aguja, la muestra más útil es la obtenida
contra la pared del absceso y puncionando en el lado superior para evitar la fistulización
espontánea.
- Traspasar la muestra a un contenedor estéril. Si se requiere búsqueda de anaerobios introducir en
un medio de transporte para anaerobios.
Deberá enviarse un volumen de muestra entre 1-5 ml.
Las muestras deben enviarse al laboratorio tan pronto como sea posible. Hasta que esto suceda,
mantener las muestras y el medio de transporte a temperatura ambiente.
E.OBSERVACIONES.
Es muy importante especificar en la solicitud la localización del absceso con vistas a la
interpretación de los resultados. Si se carece de recipiente para transporte de muestra para
anaerobios consultar al laboratorio.

5.3 HERIDA QUIRÚRGICA
La toma de muestra se realizará con técnica aséptica luego de limpieza de la zona con suero
fisiológico para eliminar la contaminación superficial. Se realizará por punción y se colocará la
muestra en recipiente estéril con tapa de rosca, si se sospecha presencia de anaerobios comunicarse
con el laboratorio para solicitar medio de transporte. Sí la muestra es obtenida con hisopo realizar
primero la limpieza de la zona y luego embeber en el pus el mismo.

5.4 QUEMADURAS
El tipo de toma de muestra es controvertido, pero los mejores resultados se han logrado con punch
de tejido de 3 o 4 mm para realizar cultivos cuantitativos. Se transportan en tubos con tapa rosca
estériles.
Pueden hacerse tomas de exudado con hisopo haciendo las siguientes salvedades: solo se cultivaran
para búsqueda de aerobios, no se hará cuantificación y además el resultado obtenido puede no ser
representativo de la infección.

6 MUESTRAS DEL TRACTO GASTROINTESTINAL

6.1 MATERIAS FECALES
Esta muestra se utiliza para el diagnóstico etiológico de gastroenterocolitis aguda.
Excepcionalmente se puede utilizar para la búsqueda de portadores de Salmonella sp. En los

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laboratorios de Microbiología de índole asistencial de adultos se realiza búsqueda de Salmonella y
Shigella. Si se sospechan otros agentes consultar con el Laboratorio de Microbiología.

A.- MATERIAL NECESARIO
- Recipiente de boca ancha para recoger las heces, no es necesario que esté estéril, solo es preciso
que esté limpio. No contendrá restos de jabones, detergentes, desinfectantes o iones metálicos.
- Recipiente estéril de boca ancha y cierre hermético para enviar la muestra. ( ejemplo: frasco
de urocultivos). La muestra de heces para colocar en el frasco se recoge con espátula o
bajalenguas.
- Medios de transporte para heces. Se emplean solo si el envío de la muestra se demora y se
solicita en laboratorio de Microbiología. Existen sistemas comerciales para bacterias. ( Cary-
Blair o solución de glicerol tamponado)
B.- OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
- Solo se procesan materias líquidas o a lo sumo pastosas.
- Si son pastosas se toma una porción del recipiente donde hayan sido emitidas y se transfieren al
sistema elegido para el envío al laboratorio. Se seleccionan las partes con mucus, pus o sangre.
- En caso de heces líquidas puede utilizarse jeringa para aspirado del material fecal del recipiente
en donde ha sido emitido.
- No se procesarán las muestras de materias sólidas ni contaminadas con orina.
C.- VOLUMEN MINIMO
Heces pastosas: muestras del tamaño de una nuez son muy adecuadas pues permiten realizar la
mayoría de los estudios.
Heces líquidas entre 5 y 10 ml.
D.- TRANSPORTE
- Si la muestra no se envia en forma inmediata se debe refrigerar.
- Si se va a procesar en el plazo de 1 o 2 horas después de su emisión, no necesitan medio de
transporte.
- En caso contrario se remiten las materias en un sistema de transporte para enteropatógenos.
Mientras tanto mantener refrigerada las muestras, para evitar el sobrecrecimiento de la flora
normal que puede enmascarar o destruir a los enteropatógenos. El frío puede afectar la
viabilidad de Shigella spp.
- Para el estudio de toxinas de Clostridium difficile la muestra se puede mantener hasta 48 horas
refrigerada a 4 º en la heladera.
- Es preferible enviar las muestras para estudio virológico sin medio de cultivo, pues este diluye
las partículas virales disminuyendo la sensibilidad. Si su envío se retrasa mucho utilizar medio
de transporte y recipientes colocados en hielo.
E.- OBSERVACIONES
- Las muestras para coprocultivo, deberán tomarse antes de la administración de antimicrobianos
y preferiblemente antes de tomar antidiarreicos.
- Indicar siempre el juicio diagnóstico de presunción y si el paciente es menor de un año.
- Solicitar las investigaciones especiales explícitamente ( C. difficile, C. perfringens, S. aureus
,etc)
- En el caso de búsqueda de portadores de Salmonella, se deberá fundamentar adecuadamente el
pedido y se necesitan 3 muestras negativas para asegurar que el paciente no es portador.
- Muestras para investigación de enteroparásitos ver Sección Parasitología

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6.2 HISOPOS RECTALES
Para conocer la etiología en el caso de una gastroenteritis aguda se debe utilizar una muestra de
materia fecal. Los hisopos rectales solo se aceptarán en casos en que no se puedan obtener heces,
por ejemplo en neonatos o adultos debilitados, o internados en unidades de cuidados intensivos. Se
ha demostrado eficaz en el aislamiento de Neisseria gonorrhoeae, Campilobacter spp, Shigella spp,
C. difficile, virus del Herpes simplex y en portadores anales de Streptococcus pyogenes. No es
válido para la búsqueda de antígenos.
- Hisopos con medio de transporte
- Guantes.
B.- OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
- Para realizar la toma se introduce el hisopo sobrepasando el esfínter anal y se rota para hacer
la toma de las criptas anales, mantener allí durante 30 segundos para que se absorban los
microorganismos y retirar.
- Una vez realizado se introduce en un medio de transporte.
C.- TRANSPORTE
Se envían en medio de transporte adecuado ( Stuart, Cary-Blair, para anaerobios en el caso de C.
difficile), pues así se protege a las bacterias de la desecación y se envía rápidamente al laboratorio.
D. OBSERVACIONES
Son muestras inadecuadas:
Hisopos rectales secos.
Hisopos rectales sin medio de transporte.
Hisopos con heces cuando se busquen bacterias diferentes de enteropatógenos.

6.3 MUESTRAS DIGESTIVAS ALTAS
6.3.1 LAVADO GÁSTRICO
Muestra para investigación de BK preferentemente en niños.
MATERIAL NECESARIO
- Tubo de lavado gástrico
- Recipientes estériles de boca ancha, tubos con tapón de rosca.
- Suero fisiológico estéril .
TOMA DE MUESTRAS
- Lavado gástrico para estudio de micobacterias.
VOLUMEN MÍNIMO
- Todo lo que se recoge.
TRANSPORTE
- Envío rápido al laboratorio, de lo contrario refrigerar a 4ºC hasta 24 horas.

6.3.2 BIOPSIA GASTRICA-ANTRAL OBTENIDA POR ENDOSCOPIA
Se utiliza para la búsqueda de Helicobacter pylori, agente causal en casos de úlceras duodenales o
gástricas.
- Fibrogastroscopio y material complementario.
- Tubos con suero fisiológico (1 ml) para pequeñas muestras.

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- Formol para muestras a enviar a anatomía patológica.
B.- TOMA DE MUESTRAS
- Introducir el endoscopio y recoger muestras de biopsia de las lesiones sospechosas. .
- Es fundamental obtener varias muestras tanto de la base como de los cuatro cuadrantes del
margen de la úlcera, sin olvidar la biopsia de la mucosa antral.
- Las biopsias para estudio bacteriológico se colocan en tubo con suero fisiológico.
C.-TRANSPORTE
- Transporte inmediato al laboratorio

6.4 MUESTRAS DIGESTIVAS BAJAS
En este apartado se incluyen la biopsia rectal empleada para la detección de Entamoeba histolytica,
el HSV y Balantidium coli, y las muestras tomadas por sigmoidoscopia para la detección de
E.histolytica, micobacterias y colitis seudomembranosa por C. difficile y S. aureus.
A- MATERIAL NECESARIO
- Sigmoidoscopio, rectoscopio y material complementario.
- Pipetas.
- Tubos de tapón de rosca estériles con o sin solución salina.
- Tubo de trasporte para anaerobios.
B-TOMA DE MUESTRA
Biopsia rectal: emplear pinzas para tomar muestras de las lesiones o de la mucosa rectal posterior a
unos 7-10cm del esfinter anal.
Sigmoidoscopia: toma con pinzas o con pipeta, para la búsqueda de parásitos se realizan después de
la defecación normal o 2-3 horas después de una defecación conseguida con laxantes.
C-TRANSPORTE
- En tubo de tapón de rosca. Si la muestra es pequeña o se va a dilatar el envío se emplearán tubos
con solución salina para evitar la desecación.
- El envío debe ser inmediato y la conservación adecuada; si se sospecha C. difficile emplear
medio para transporte de anaerobios. Para la búsqueda de parásitos se envía inmediatamente al
laboratorio, en su defecto las muestras tomadas con pipeta se incluirán en fijador. ( Ver Sección
Parasitología)

7 TRACTO GENITAL

7.1 TRACTO GENITAL FEMENINO
7.1.1 EXUDADO VAGINAL
Esta muestra se utiliza para conocer la etiología en casos de vaginitis y vaginosis. Puede utilizarse
para búsqueda de portadoras de Streptococcus del grupo B en embarazadas. Los exudados vaginales
se realizan en el Laboratorio de Microbiología. En el único caso que se aceptarán muestras
realizadas fuera del Laboratorio es si la paciente se encuentra internada e imposibilitada de
movilizarse.

________________________________________________________________________________________________

- Camilla ginecológica
- Espéculo estéril
- Hisopos de alginato cálcico o Dracon, con medio de transporte.
- Tubo con 1 mi de suero fisiológico y pipeta descartable.
Condiciones previas: La paciente no debe tomar antibióticos, ni utilizar soluciones antisépticas
vaginales, óvulos ni pomadas en los días previos a la recolección de la muestra. No debe mantener
relaciones sexuales 48 hs antes de la toma de muestra.
B-TÉCNICA
-Con la paciente en posición ginecológica se introducirá un espéculo “sin lubricante” (si fuera
necesario lubricar, utilizar solo agua tibia)
-Recoger la muestra, bajo visión directa, con un hisopo del fondo del saco vaginal posterior.
-Repetir la operación con un segundo hisopo.
-Recoger con la pipeta una muestra de fondo de saco y descargar en el tubo con suero fisiológico.
C- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN
Se obtendrán dos hisopos, uno destinado al estudio microscópico y otro al cultivo.
La muestra en suero fisiológico se destinará al examen en fresco para investigación de Trichomonas
vaginalis.
D- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN
El envío de la muestra debe ser inmediato siempre que sea posible. Cuando la muestra no pueda
procesarse antes de 15 minutos deberán emplearse hisopos con medio de transporte tipo Stuart-
Amies, que se mantendrán a temperatura ambiente, o preferentemente, en estufa 35-37ºC hasta su
procesamiento, que deberá ser antes de 3-6 horas. El examen en fresco deberá observarse
inmediatamente o de lo contrario mantener en estufa a 37ºC por no más de 1 hora.
E- OBSERVACIONES
Cuando se sospeche la infección por Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis, Mycoplasma
hominis o Ureaplasma urealtycum, deberá enviarse muestra endocervical.

7.1.2 EXUDADO ENDOCERVICAL
Esta muestra se utiliza para el diagnóstico etiológico en caso de cervicitis. La toma de muestra se
debe realizar en el Laboratorio de Microbiología. En el único caso que se aceptarán muestras
realizadas fuera del Laboratorio es si la paciente se encuentra internada e imposibilitada de
movilizarse.
- Camilla ginecológica.
- Espéculo estéril.
- Torundas para limpieza.
- Hisopos de alginato cálcico o Dracon con medio de transporte tipo Stuart o Amies.
- Hisopos con medios de transporte específicos para Mycoplasma y/o Chlamydia.
B- TÉCNICA
Con la paciente en posición ginecológica introducir suavemente el espéculo sin lubricar (o
lubricado con agua tibia).
Limpiar el exocérvix de secreciones vaginales, con una torunda seca.
Bajo visión directa comprimir cuidadosamente el cérvix con palas del espéculo y introducir un
hisopo en el canal endocervidal con un suave movimiento de rotación.
Repetir la operación con el segundo hisopo.

________________________________________________________________________________________________

C-NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN
Deberán recogerse dos torundas, una destinada al examen microscópico y otra al cultivo. Para
investigación de Mycoplasma y Chlamydia se recogerá una tercera torunda con medio de transporte
específico.
D-TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN
El envío de la muestra debe ser inmediato. Si no es así se compromete la viabilidad de Neisseria
gonorrhoeae.
E- OBSERVACIONES
Debe evitarse el uso de torundas de algodón ya que contienen ácidos grasos instaurados que pueden
inhibir el crecimiento de Neisseria gonorrhoeae.

7.1.3 EXUDADOS URETRALES
Se utiliza para el diagnóstico etiológico en casos de sindrome uretral aguda en la mujer después que
se han descartado otras causas. Las etiologías a investigar son N. gonorrhoeae, Chlamydia
trachomatis.
- Hisopos uretrales finos, con varilla de alambre no excesivamente flexible, de alginato cálcico o
Dracon con medio de transporte tipo Stuart o Amies.
- Gasas estériles.
B- TÉCNICA
Limpiar cuidadosamente la mucosa circundante con gasas estériles.
Introducir el hisopo suavemente con un movimiento de rotación hasta penetrar unos 2 cm dentro de
la uretra (3-4 cm para la investigación de Chlamydia trachomatis) Repetir operación con un
segundo hisopo.
Realizar frotis para el examen directo.
Cuando no haya suficiente exudado, puede estimularse mediante un masaje suave de la uretra
contra la sínfisis del pubis, a través de la vagina.
C-NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLÚMEN
Deberán enviarse dos hisopos, uno para el examen directo y otro para el cultivo.
D- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN.
Debe ser inmediato. Cuando no puedan procesarse las muestras inmediatamente, se utilizarán
hisopos con medio de transporte que se mantendrán a temperatura ambiente o preferentemente a
35-37º . Las muestras se procesarán siempre que se pueda antes de las 3 horas, y como máximo en
un plazo de 6-12 horas.
E-OBSERVACIONES
La muestra ha de recogerse preferentemente antes de la primera micción de la mañana, si no es
posible, se deberá esperar al menos una hora tras la última micción para recogerla.

7.1.4 EXUDADOS RECTALES
.A-MATERIAL NECESARIO
- Guantes
- Hisopos con medio de transporte ( Stuart o Amies )
B-TÉCNICA
Introducir el hisopo suavemente a través del esfinter anal.
Rotar contra las criptas rectales, dejar 10-30 segundos para que se absorban los microrganismos y
extraer.

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Se intentará evitar el contacto con materia fecal.
Cuando el hisopo salga manchado de heces, deberá tomarse una nueva muestra.
C- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLÚMEN.
Basta con un solo hisopo para cultivo, dado que la visión microscópica no es representativa.
El envío de la muestra debe ser inmediato siempre que sea posible . Cuando la muestra no pueda
procesarse antes de 15 minutos, deberán emplearse hisopos con medio de transporte. ( Stuart o
Amies), que se mantendrán en estufa a 35-37ºC hasta su procesamiento.
E- OBSERVACIONES
Cuando se sospeche proctitis por Chlamydia trachomatis, las muestras deberán tomarse mediante
visión directa por anoscopía, buscando las lesiones ulcerosas o hipertróficas.

7.1.5 ENDOMETRIO
Se ha cuestionado ampliamente la utilidad de estas muestras para el diagnóstico de endometritis.
Los métodos no invasivos, como los hisopos a través del cervix , se contaminan sistemáticamente ,
obteniéndose resultados similares en mujeres con endometritis y en mujeres sanas.
Se han descrito varios métodos intentando eliminar la contaminación cervical, como son la
aspiración uterina a través de un catéter de doble luz o de hisopos protegidos o tomando las
muestras con hisopo o aspirando a través de un catéter previa dilatación y decontaminación del
cervix con yodo povidona al 10%.
En cualquiera de los casos, los resultados del cultivo de estas muestras deben interpretarse con
cautela, teniendo siempre en cuenta la posibilidad de una contaminación cervical.
Es recomendable sacar siempre hemocultivos, ya que se obtienen resultados positivos en un 30%
de los casos de endometritis.
No se deben enviar muestras de loquios para hacer diagnóstico de endometritis postparto ya que no
son representativas de lo que sucede en el tracto genital superior y solo brindan información del
contenido bacteriano vaginal
.
7.1.6 CULDOCENTESIS
Se precisa el material quirúrgico que requiera la muestra, contenedores estériles y si se desea la
investigación de anaerobios, un medio de transporte específico.
B- TÉCNICA
Aspiración a través del fondo de saco vaginal posterior con jeringa y aguja.
Se intentará obtener 1-5 ml de muestra.
D- TRANSPORTE Y CONSERVACION
La muestra se remitirá en un contenedor estéril o en la misma jeringa. Cuando se busquen
anaerobios deberá inyectarse una parte en medio de transporte específico.
E- OBSERVACIONES
El material obtenido por culdocentésis es representativo de los microorganismos existentes en las
trompas.

________________________________________________________________________________________________

7.1.7 TROMPAS Y OVARIOS
- El material quirúrgico que requiere la técnica
- Agujas y jeringas estériles.
- Contenedores estériles.
- Hisopos de alginato cálcico o cepillos de broncoscopía.
B- TÉCNICA
Beben obtenerse por laparotomía o laparoscopía.
La muestra se recogerá directamente en la luz de la trompa mediante hisopo o con un cepillo de
broncoscopía.
Cuando la trompa esté obstruida, se podrá recoger la muestra por punción aspirativa, introduciendo
una parte en un medio de transporte para anaerobios y enviando el resto en un recipiente estéril o
en la jeringa de la extracción.
C- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLÚMEN
Se recogerá la máxima cantidad de muestra posible. En el caso de muestras líquidas se intentará
obtener de 1-5 ml.
. Cuando no sea posible, emplear medios de transporte tipo Stuart-Amies o medios de transporte
específico para anaerobios que se mantendrán a temperatura ambiente o preferentemente a 35-
37ºC.

7.1.8 VULVA
- Hisopos.
- Alcohol etílico al 70%.
- Yodo Povidona al 10%.
- Jeringas y agujas estériles.
B-TÉCNICA
Realizar antisepsia de piel con alcohol 70% primero y luego yodo povidona. Para las superficies
mucosas, limpiar con agua estéril, no usar alcohol ni yodóforo.
Frotar con el hisopo sobre las lesiones y si hay abscesos aspirarlos con jeringa y aguja ( Bartolinitis
)
Deberá obtenerse la mayor cantidad de exudado posible. Cuando se trate de abscesos se intentará
obtener al menos 1 ml.
Si la muestra no puede enviarse de inmediato se usarán medios de transporte , en el caso de hisopos
sirve el medio de Stuart -Amies y para punciones de abscesos una parte se introducirá en un medio
de transporte para anaerobios.

7.1.9 GANGLIOS LINFÁTICOS INGUINALES
- Gasas estériles.

________________________________________________________________________________________________

- Alcohol etílico al 70%.
- Povidona yodada al 10%.
- Jeringa y aguja o material quirúrgico.
- Contenedor estéril.
B- TÉCNICA
Desinfectar la piel con alcohol y luego povidona yodada, dejándola secar durante 1 minuto.
Realizar punción aspiración con jeringa y aguja o escisión quirúrgica del ganglio.. Enviar en la
jeringa de punción, o si se trata de una pieza quirúrgica, en un contenedor estéril sin “formol “.
La máxima cantidad de muestra que se pueda obtener.
La muestra debe llegar al laboratorio dentro de la hora siguiente a la extracción. En el caso de
punciones aspirativas debe realizarse de inmediato.
E- OBSERVACIONES
Es preferible obtener la muestra por punción aspiración de la adenopatía a través de la piel sana, que
a partir de los puntos de drenaje.
Debe avisarse al laboratorio la sospecha de infección por Haemophylus ducreyi para que las
muestras sean procesadas adecuadamente.

7.1.10 LÍQUIDO AMNIÓTICO
- Gasas estériles
- Alcohol etílico al 70%
- Povidona yodada al 10%
- Jeringa y agujas estériles.
- Contenedor estéril.
- B- TÉCNICA
Punción aspiración con jeringa y aguja tras desinfección de la piel dos veces consecutivas, la
primera con alcohol y la segunda con povidona.
Se intentará obtener una muestra de 1-5 ml .
Deberá enviarse al laboratorio lo antes posible para su procesamiento.
E- OBSERVACIONES
Debe informarse de la existencia de rotura de membranas de más de 24 horas.

7.2 TRACTO GENITAL MASCULINO
7.2.1 EXUDADOS URETRALES
Se utiliza para confirmar el diagnóstico clínico de uretritis y valorar su etiología. No es adecuado si
el paciente no tiene corrimiento. La toma de muestra se debe realizar en el Laboratorio de
Microbiología, de preferencia en la mañana y con por lo menos 4 horas de retención urinaria.
- Hisopos finos, de alginato de calcio o Dacron con medio de transporte tipo Stuart-Amies.
- Gasas estériles.

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- Asa de siembra de platino
- Potaobjetos.
B- TÉCNICA
Cuando exista exudado franco puede recogerse con un hisopo o con un asa bacteriológica.
Se le solicita al paciente que retraiga el prepucio y lo mantenga así durante todo el procedimiento.
Si no hay corrimiento franco puede estimularse exprimiendo la uretra desde la raíz del pene.
Cuando no se obtenga exudado se introducirá un hisopo suavemente con un movimiento de
rotación hasta penetrar unos 2 cm. en la uretra. Repetir la operación con un segundo hisopo.
Tomar con ansa bacteriológica una gota de secreción y colocar en un portaobjetos con una gota de
suero fisiológico para investigación de Trichomonas vaginalis ( examen en fresco).
Deberán obtenerse dos hisopos, uno destinado al examen directo y otro al cultivo y la muestra para
examen en fresco.
Debe ser inmediato. Cuando no puedan procesarse las muestras antes de 15 minutos, se utilizarán
hisopos con medio de transporte Stuart-Amies que se mantendrán a temperatura ambiente o
preferentemente en estufa 35-37º. El examen en fresco deberá observarse de inmediato.
Las muestras se procesarán siempre que se pueda antes de 3 horas y como máximo en un plazo de
6-12 horas.
E- OBSERVACIONES
La muestra ha de recogerse preferentemente antes de la primera micción de la mañana . Si esto es
imposible, esperar al menos una hora tras la última micción para recogerla. En algunos casos puede
ser rentable realizar la investigación de patógenos de transmisión sexual en la orina del primer
chorro.

7.2.2 MUESTRAS PARA DIAGNÓSTICO DE PROSTATIS
En el caso de prostatitis aguda el diagnóstico etiológico se realiza a través del urocultivo y
hemocultivos. Las prostatitis crónicas pueden ser de etiología bacteriana o no, por lo cual se
valorará mediante las pruebas diagnósticas que se detallan a continuación.
Técnica de Meares Stamey
Se preparará el mismo material que para un urocultivo y cuatro contenedores estériles que deberán
ir identificados de la siguiente forma:
Frasco 1 : Primera orina.
Frasco 2: Micción media premasaje.
Frasco 3: Masaje prostático.
Frasco 4: Orina post masaje.
B- TÉCNICA
- Retraer el prepucio y limpiar el meato y el glande igual que para el urocultivo.
- Pedir al paciente que orine, recogiendo los primeros 10 ml en el primer contenedor
“F: 1”.
- Recoger los siguientes 10 ml en el segundo contenedor “ F: 2“. Esta porción corresponde a la
“micción media”.
- Interrumpir la micción antes de que se haya vaciado totalmente la vejiga.
- Hacer un masaje prostático y recoger el fluído en el tercer contenedor “ F:3” (masaje prostático)

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- Si no se produce fluído, presionar la uretra en su totalidad 30 segundos. Tras el masaje, acabará
saliendo fluído prostático por el meato.
- Finalmente se pedirá al paciente que orine y se recogerán los 10 ml primeros de orina en un
cuarto recipiente “ F: 4 “ (orina postmasaje)
FRASCO 1: 10ml
FRASCO 2: 10 ml
FRASCO 3: Toda la muestra que se obtenga.
FRASCO 4: 10 ml
D- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN:
Las muestras deberán procesarse antes de 1 hora. Para períodos más prolongados se deberán
mantener en la heladera a 4ºC hasta un máximo de 24 horas.
E- OBSERVACIONES
- Se realizarán cultivos cuantitativos. Cuando el número de bacterias del frasco 1 es mayor al del
frasco 2 y frasco 4 se considera que las bacterias son de origen uretral.
- Cuando el número de bacterias de los frascos 3 y 4, es por lo menos 10 veces superior al de los
frascos 1 y 2 se atribuye a colonización prostática.
- Las muestras de semen no son adecuadas para cultivo, al estar sistemáticamente contaminadas
y los resultados obtenidos no son representativos de los microrganismos aislados en próstata.
- Dado lo engorroso que resulta la toma de estas muestras, en 1997 Nickel propuso la realización
de un método diagnóstico alternativo utilizando el cultivo cuantitativo y la observación
microscópica de la orina antes y después del masaje prostático. La sensibilidad y especificidad
de este método se encuentra en el entorno del 90%. En este caso se debe demostrar un aumento
en el recuento de bacterias en la muestra post masaje prostático para hacer el diagnóstico de
prostatitis crónica bacteriana.

7.3 MUESTRAS PARA EL ESTUDIO DE CHLAMYDIAS Y
MYCOPLASMAS UROGENITALES.
Para estas muestras deberán seguirse las directivas las directrices de cada laboratorio, ya que
hisopos, medios, transporte, etc dependen de la técnica disponible en cada laboratorio.

7.3.1 MUESTRAS PARA INVESTIGACIÓN DE CHLAMYDIAS
Las muestras adecuadas no son las secreciones, ya que Chlamydia trachomatis sólo afecta células
escamo-columnares, como las células del epitelio de transición del cérvix. No son adecuadas
muestras vaginales para estas determinaciones.
- Espátulas
- Hisopos aportados por el laboratorio de Microbiología.
B- TÉCNICA
La muestra se recogerá mediante frotado o raspado enérgico de la zona cervix, uretra, etc
siguiendo las instrucciones específicas para cada localización.
- Generalmente es suficiente con un hisopo destinado exclusivamente al diagnóstico de
Chlamydia.

________________________________________________________________________________________________

Las muestras que no puedan ser procesadas de inmediato consultar al laboratorio sobre transporte y
conservación más adecuada para la técnica en uso en ese momento.

7.3.2 MUESTRAS PARA INVESTIGACIÓN DE MYCOPLASMAS
UROGENITALES
A-MATERIAL NECESARIO
- Hisopos ( Pedir al laboratorio de Microbiología según técnica en uso)
B-TÉCNICA
Hisopado de la zona a investigar generalmente cervix o uretra femenina o masculina
C-NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN
Es suficiente con un hisopo destinado a este estudio.
Las muestras que no puedan ser procesadas de inmediato consultar al laboratorio sobre transporte y
conservación más adecuada para la técnica en uso en ese momento.

8 BIOPSIAS
- El material quirúrgico estéril que precise la técnica empleada para la obtención de las biopsias de
distintas localizaciones.
- Recipientes estériles con tapa de rosca.
- Suero salino estéril.
- Jeringas y agujas estériles.
- Sistemas de transporte para anaerobios.
B. TÉCNICA
Muestras sólidas: Se obtendrá un bloque de tejido por escisión quirúrgica procurando incluir las
zonas más afectadas, y cuando las lesiones estén bien delimitadas se intentará incluir también el
borde activo de la lesión.
Muestras líquidas: Se obtendrán por aspiración con jeringa y aguja siguiendo técnicas
estrictamente asépticas.
Muestras sólidas: Se recomienda obtener una pieza de al menos 1-5 cm³.
Muestras líquidas: 5-10 ml.
Las muestras sólidas se introducirán en un recipiente estéril con tapa de rosca, al que pueden
añadirse unas gotas de suero salino estéril para prevenir la desecación de las muestras de pequeño
tamaño.
Cuando se disponga de ellos, las muestras se enviarán en bolsas, campanas o recipientes preparados
para mantener un ambiente de anaerobiosis.
Las muestras líquidas se introducirán en un vial con medio de transporte específico para anaerobios,
que se mantendrá a temperatura ambiente hasta su envío. Puede usarse un frasco para Hemocultivo.
El envío y procesamiento de estas muestras debe ser inmediato.
E. OBSERVACIONES.

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Es muy importante no introducir las muestras en formol ni en otras sustancias que puedan inhibir el
crecimiento de microorganismos, ni utilizar recipientes de dudosa esterilidad. Usar solo suero
fisiológico estéril.
Dado que estas muestras suelen ser de extremada importancia, difícil obtención, con riesgos y
molestias para el paciente, y en muchas ocasiones son insustituibles, es recomendable que antes de
iniciar el procedimiento se establezca contacto con el Laboratorio de Microbiología para evitar
posibles errores y orientar las investigaciones posteriores con relación a las distintas sospechas
clínicas.

9. MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE LAS
INFECCIONES BACTERIANAS
La respuesta del huésped a las infecciones bacterianas se estudia por diversas técnicas que detectan
la presencia de anticuerpos circulantes, de los diferentes tipos, según se trate de una infección aguda
o crónica. Aunque las técnicas son bien diferentes según el tipo de agente involucrado, complejidad
y disponibilidad de recursos del laboratorio que va a realizar la investigación, para la mayoría se
requieren 10 cc de sangre sin anticoagulante en tubo seco. Siempre es conveniente antes de extraer
la sangre, preguntar en el laboratorio acerca del agente que se quiere investigar, disponibilidad de
reactivos, número de muestras. La mayoría de las investigaciones serológicas se benefician de la
extracción de dos muestras pareadas de sangre separadas por 15-20 días.

10. MUESTRAS PARA INVESTIGACIÓN DE AGENTES
INFECCIOSOS POR TÉCNICAS DE BIOLOGÍA
MOLECULAR
Prácticamente en todos los especímenes biológicos se pueden investigar agentes infecciosos por
técnicas de biología molecular mediante la detección de los ácidos nucleicos de los microrganismos
o sus productos. Como el número de técnicas disponibles es muy amplio y por ser muestras con
requerimientos específicos en cuanto a tipo de producto biológico a analizar, conservación ( cadena
de frío) y transporte su realización, debe ser coordinada previamente con el Laboratorio de
Microbiología.

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Profesor Adjunto. Dra. RAQUEL BALLESTÉ ALANÍZ
Profesor Adjunto. Dr. ROBERTO SALVATELLA AGRELO

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TOMA DE MUESTRAS PARA ESTUDIO
PARASITOLÓGICO Y MICOLÓGICO

INTRODUCCIÓN.
Las enfermedades parasitarias contribuyen en forma importante a los problemas médicos,
económicos y sociales en el ámbito mundial; su trasmisión está condicionada con frecuencia por las
condiciones sanitarias y socio-culturales entres otras. Factores ambientales como altitud, clima, ríos,
etc. desempeñan un rol importante, estando los esfuerzos de control destinados a romper el ciclo
vital del parásito en uno o varios puntos del ciclo, ya sea eliminando un vector, asegurando el
suministro de agua depurada o desarrollando medios sanitarios para e la eliminación de excretas o
destruyendo el reservorio de infección.
En este contexto, la incidencia de algunas enfermedades parasitarias endémicas a disminuído en
algunas partes del mundo, mientras que otras parasitosis se han convertido en un problema de salud
pública; parásitos emergentes como Toxoplasma gondii, Cryptosporidium parvum, Isospora belli,
Microsporidium, entre otros; que causan infecciones graves en pacientes inmunodeprimidos,
representan un problema creciente.
Con relación a las enfermedades micóticas, se destaca que el interés por la micología médica ha
sufrido un cambio radical en la última década. La atención creciente por este grupo de agentes
(hongos), ha sido necesaria debido al incremento en la cifra de pacientes inmunodeprimidos, la
pandemia de SIDA en especial, ha derivado en una mayor atención hacia las micosis y ha creado
conciencia en los médicos clínicos en lo que respecta a este tema. A ello se suma el aumento de
pacientes con tratamiento prolongados con antibióticos de amplio espectro, corticosteroides,
inmunosupresores, cirugía mayor, etc. En suma el avance en la tecnología médica y el advenimiento
de la infección por VIH, hacen que micosis como criptococosis, histoplasmosis, candidiasis,
aspergilosis, no constituyen ya hallazgos raros y los agentes causales empiezan a encontrarse cada
vez con mayor frecuencia en los laboratorios. Es necesario que los médicos sean cada vez mas
conscientes de los diversos síntomas y signos clínicos de las enfermedades micóticas y de las
formas adecuadas de recoger los especimenes y transportarlos al laboratorio.
Tanto para las parasitosis como para las micosis, el diagnóstico correcto requiere que el médico
considere:
1) Que la sintomatología y signología clínica que presenta el paciente pueden ser
causadas por un parásito o un hongo.
2) Que se obtengan las muestras adecuadas en cantidad y calidad y se transporten al laboratorio
en forma correcta.
3) Que el laboratorio examine en forma competente los especímenes.
4) Que los resultados obtenidos por el laboratorio sean debidamente informados al médico
tratante.
5) Que estos resultados sean interpretados en forma correcta.
El diagnóstico de las enfermedades parasitarias se establece en la mayoría de los casos por la
demostración morfológica del parásito, de sus formas evolutivas o estructuras parasitarias (examen
parasitológico) o por la respuesta inmune a ellos (estudios inmunológicos).

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El diagnóstico de las enfermedades micóticas se establece con la demostración morfológica del
hongo (examen micológico directo) y el aislamiento e identificación del agente fúngico en los
cultivos. También se utilizan en el diagnóstico de las micosis estudios inmunológicos ya sea para
detección de anticuerpos o antígenos circulantes.
La eficacia con la cual cualquier paciente con una afección parasitaria o micótica potencial, es
valorado y tratado adecuadamente depende de un correcto diagnóstico de laboratorio, a su vez para
que ello sea posible es imprescindible que la muestra seleccionada para el estudio sea adecuada en
cantidad y calidad, sea transportada y procesada rapidamente en el laboratorio; solo de esta forma se
evitarán costos inútiles y falsos negativos que van en detrimento del diagnóstico.

OBJETIVOS
El objetivo de este trabajo es actualizar los conceptos, con relación a la toma, transporte y
conservación de las muestras para estudio parasitológico y micológico, haciendo incapié en aquellas
muestras con las que se trabaja frecuentemente en la práctica clínica y en los puntos críticos que
determinarán la calidad de la muestra a estudiar y por ende el resultado que el laboratorio informará
al médico solicitante.

v MUESTRAS PARASITOLÓGICAS

Conceptos generales.
• Las muestras deben estar acompañadas de su respectiva solicitud, en la que deben
constar todos los datos solicitados por el laboratorio y los que el médico considere
relevante para el estudio.
• El tipo de muestra recogida dependerá del parásito sospechado. El conocimiento del
ciclo vital del parásito ayuda a determinar el tipo, la cantidad y la frecuencia de las
muestras necesarias para el diagnóstico.
• Los tubos, viales, frascos (vidrio o plástico) donde se recolecten las muestras deben
estar limpios, preferentemente estériles y con tapón hermético y correctamente rotulado
con nombre del paciente, número de registro, procedencia, y fecha, entre otros.

Tipos de muestras mas usuales.
Las muestras solicitadas con mayor frecuencia para estudio parasitológico son:
• Materia fecal. (examen coproparasitario).
• Muestra de margen anal. (espátula adhesiva).
• Muestras macroscópicas de parásitos sobre todo entéricos (helmintos).
• Escamas de piel (para diagnóstico de sarna).
• Muestras macroscópicas de secreciones u otras con pseudoparásitos (para
identificación).

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1. MUESTRAS PARA ESTUDIO PARASITOLÓGICO

1.1. Muestras para estudio parasitológico de tracto gastrointestinal.
1.1.1. Materia fecal.
El examen parasitológico de heces conocido como examen coproparasitario, es un conjunto de
técnicas diagnósticas que constituyen la indicación metodológica para la identificación de la
mayoría de las enteroparasitosis causadas por protozoarios o helmintos.
La indicación de un examen coproparasitario, debe tener en cuenta las características del
cuadro clínico que presenta el paciente, y debe atender al parásito que se sospecha, teniendo
como premisa que esta metodología es útil para protozoarios y helmintos, cuyas formas
evolutivas (trofozoítos, quistes, ooquistes, huevos , larvas, adultos) se emiten con las materias
fecales.
Para obtener resultados satisfactorios de un examen coproparasitario, debe cumplir con los
siguientes requisitos:
1) Solicitud de Examen coproparasitario.
2) Preparación del paciente.
3) Muestra correctamente obtenida.
4) Muestra seriada (3 muestras mínimas de materia fecal).

1) En la solicitud del examen, siempre debe constar además de los datos filiatorios del
paciente, los datos clínicos (sintomatología, signología clínica relevante, diagnóstico
clínico presuntivo), antecedentes personales, familiares y ambientales a destacar.
Antecedentes personales de inmunodepresión , de viaje al extranjero (zonas endémicas
de parasitosis exóticas o de baja prevalencia para nuestro medio); antecedentes
ambientales como vivienda sin agua potable, saneamiento, etc.; antecedentes familiares
de parasitosis (parasitosis de grupo o parasitosis con una fuente de infección común para
todos los integrantes), no deben obviarse en la solicitud, ya que tienen implicancias en el
procesamiento de la muestra.
Es importante saber si el paciente ha recibido antidiarreicos, antiparasitarios y/o
antibióticos y en tal caso cuales; se indicará el examen coproparasitario antes de iniciar
tratamiento con cualquiera de los fármacos mencionados, si es posible.
Todos estos datos pueden adaptar o orientar la secuencia de técnicas diagnósticas que
ejecutará el especialista en el laboratorio y son condición imprescindible para obtener
resultados fidedignos.
2) Debe indicársele al paciente la realización de un régimen alimentario 48-72 hs. antes de
realizarse el estudio, libre de frutas, verduras y grasas, dado que preparaciones con
abundantes residuos o grasas, obstaculizan la visualización microscópica, pudiendo ser
causa de falsos negativos.
3) Una muestra correcta de materia fecal para realizar un examen coproparasitario debe ser
suficiente (mayor de 50 grs.), debe ser emitida recientemente pudiéndose conservar en
heladera hasta unas 8-12 horas, debe ser enviada al laboratorio correctamente rotulada
con nombre completo del paciente y fecha de emisión, en frasco de vidrio o plástico

________________________________________________________________________________________________

transparente, limpio, seco y de boca ancha , con tapa de rosca. La muestra debe
recolectarse sin mezcla de orina, para evitar el deterioro de parásitos.
4) La muestra debe ser seriada, considerándose que muestras únicas solo permiten
diagnósticos positivos en 60% de las materias fecales con parásitos; que tanto
protozoarios como helmintos tienen ciclos de eliminación de quistes y huevos, con
períodos negativos.
Existen diferentes esquemas sobre la secuencia de recolección de materias fecales para
realizar un examen coproparasitario; algunos de los mas usados indican: 3 muestras en
días alternos o 3 muestras separadas 1 semana entre sí, teniendo siempre presentes las
premisas antes mencionadas para la colecta de la muestra.

En Suma:

A.- MATERIAL NECESARIO: Frasco de vidrio o de plástico, limpio y seco,
transparente, de boca ancha y con tapa de rosca. No se deben utilizar recipientes con
medios de transporte.

B.- TÉCNICA: Si son formadas o pastosas se toma una porción del recipiente donde
hayan sido emitidas, y se transfieren al frasco que se enviará al laboratorio. En caso de
que sean líquidas puede emplearse jeringa para pasar la muestra al frasco de envío. Se
descartarán muestras contaminadas con orina.

C.- VOLUMEN MÍNIMO: heces formadas o pastosas: tamaño de una nuez. Heces
líquidas: 10-15 ml.

D.- TRANSPORTE: Deben enviarse lo antes posible al laboratorio, de no ser así se
podrán mantener refrigeradas a 4 ºC hasta 8-12 hs, antes de ser procesadas. Nunca se
guardarán en estufa o a temperatura ambiente hasta el envío.

1.1.2. Espátula adhesiva.
Como ya se mencionó, el examen coproparasitario es útil para aquellos parásitos, en los que
alguna de sus formas evolutivas se emiten mezcladas con las materias fecales. Esta consideración
excluye a Enterobius vermicularis (oxiuro), dadas las características biológicas del ciclo de este
parásito, en el cual la hembra realiza la oviposición en la margen anal; por lo que el diagnóstico
se realiza buscando huevos mediante el método de la espátula adhesiva o método de Graham.

A.- MATERIAL NECESARIO: Espátula adhesiva artesanal ( baja lenguas con cinta
engomada hacia afuera, en uno de los extremos, colocada en el interior de un tubo de
vidrio o plástico transparente) o espátula adhesiva comercial. Ambas deben ser
suministradas por el laboratorio.

B.- TÉCNICA: Debe tomarse en la mañana cuando el paciente se despierta, sin previa
higiene de la margen anal, se saca la espátula adhesiva del recipiente que la contiene y se
aplica 2 o 3 veces la zona engomada de la cinta alrededor del ano. Se coloca la espátula

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en el recipiente, se guarda refrigerada a 4 ºC y se realiza la misma operación durante 3
mañanas consecutivas.

C.- TRANSPORTE: Debe enviarse lo antes posible al laboratorio, de no ser posible se
mantendrá refrigerada a 4 ºC hasta 12 horas antes de ser procesada.

D.- MUESTRAS INADECUADAS: No sirven espátulas contaminadas con heces, dado
que no se puede realizar la lectura microscópica.

1.1.3. Muestras macroscópicas de parásitos entéricos.
Ocasionalmente el paciente, concurre a la consulta con ejemplares adultos de helmintos como
Ascaris lumbricoides, Enterobius vermicularis, proglótides de Taenia sp., encontrados en la
margen anal. Dichas muestras deberán remitirse al laboratorio para su identificación.

A.-MATERIAL NECESARIO: Frasco de vidrio o de plástico trasparente, de boca
ancha, con tapa de rosca. Suero fisiológico o alcohol.

B.- TÉCNICA: La muestra debe colocarse en el recipiente seleccionado para dicho fin,
cubierta con suero fisiológico o alcohol.

C.- TRANSPORTE: Si la muestra se coloca en suero fisiológico debe enviarse
inmediatamente al laboratorio, de lo contrario se optará por conservarla en alcohol, no
debiéndose demorar el envío al laboratorio mas allá de 24 hs.

D.- MUESTRAS INADECUADAS: No deberán enviarse muestras sin el agregado de suero
fisiológico o alcohol o agua destilada, ya que la desecación del parásito puede dificultar la
identificación.

1.1.4. Muestras macroscópicas con pseudoparásitos .
Es frecuente la eliminación de moldes mucosos u otras estructuras en materia fecal, que pueden
ser confundidas sobre todo con helmintos entéricos. En dichas situaciones el material se debe
remitir al laboratorio para su identificación.

A.-MATERIAL NECESARIO: La muestra debe colocarse en un frasco de vidrio o de
plástico trasparente, de boca ancha, con tapa de rosca, cubierta con suero fisiológico o
alcohol.

B.- TRANSPORTE: Debe enviarse inmediatamente al laboratorio, de lo contrario se
optará por conservarla a 4 ºC, no debiéndose demorar el envío al laboratorio mas allá de 24
hs.

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1.1.5. Sondeo duodenal.
Esta muestra se utiliza fundamentalmente en el diagnóstico de algunas enteroparasitosis,
fundamentalmente giardiasis, cuando los coproparasitarios son negativos; también puede ser útil en
el diagnóstico de distomatosis, entre otras. No es sustituto del anterior, sino que es un examen
complementario que se reserva para situaciones clínicas particulares.
La técnica es de resorte del especialista. El aspirado se coloca en un tubo de vidrio plástico
transparente, limpio y seco. La cantidad de la muestra es de 2-5 ml y deberá transportarse
inmediatamente al laboratorio para su estudio. De no ser posible se podrá mantener refrigerada a 4 ºC
no mas de 2 a 4 horas. El estudio se coordinará siempre con el laboratorio, de forma tal que se
encuentre el parasitólogo en el momento de analizar la muestra.

1.1.6. Aspirado de lesiones intestinales por rectosigmoidoscopía.
Cuando clínicamente se sospecha amibiasis y los coproparasitarios seriados son negativos, se puede
realizar una rectosigmoidoscopía, la que permitirá observar la presencia de lesiones en la mucosa y
aspirar material para estudio parasitológico e incluso biopsiar la zona afectada.
La técnica es de resorte del especialista. El material aspirado de las lesiones se colocará en tubo de
vidrio o plástico, preferentemente estéril. La cantidad mínima de la muestra a enviar debe se de 1-2
ml, se transportará inmediatamente al laboratorio. De no ser posible se podrá mantener refrigerada a
4 ºC no mas de 2-4 horas. El estudio se coordinará siempre con el laboratorio, de forma tal que se
encuentre el parasitólogo en el momento de analizar la muestra.

1.1.7. Biopsias de intestino.
Las biopsias de intestino, pueden ayudar en el diagnóstico de algunas enteroparasitosis (giardiasis,
amibiasis, entre otras), sin embargo no se debe olvidar que estas técnicas invasivas, quedarán reservadas
para situaciones clínicas, en las que se hallan agotado todas las metodologías diagnósticas clásicas no
invasivas.
La técnica biópsica es de resorte del especialista. La biopsia se colocará en tubo de vidrio estéril , con el
agregado de 1-2 ml de suero fisiológico estéril, en forma proporcional al tamaño de la muestra, para
evitar la desecación. Para el transporte y conservación se tendrán las mismas consideraciones
mencionadas en los ítem 1.1.5 y 1.1.6.

1.2. Muestra para estudio parasitológico de piel.
Este examen se solicita habitualmente para el diagnóstico de sarna o escabiosis. Es ideal que la toma de
muestra para este estudio se realice en el laboratorio, siendo el especialista (médico Parasitólogo o
especialista en Laboratorio Clínico) quien seleccione la zona mas representativa de la afección para
realizar la toma.

A.- MATERIAL NECESARIO: Cajas de Petri estéril o láminas de vidrio limpias y hoja de
bisturí.

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B.- TÉCNICA: Se realizará intenso raspado de la piel, con hoja de bisturí en la zona afectada.
Se seleccionará preferentemente, las zonas en la que se observen micropápulas, trayectos, surcos
o vesículas perladas.
Si se observan lesiones en cara anterior de puño o espacios interdigitales de manos o región
inguinal, se seleccionarán estas zonas. Si la toma se realiza en el laboratorio las escamas de piel
recolectadas se colocan directamente en las laminas de vidrio, si las mismas deben ser
transportadas se recolectarán en caja de Petri.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es recomendable la realización de varias
láminas para aumentar las posibilidades diagnósticas.

D.- TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Si la toma de la muestra no se realiza en el
laboratorio, debe enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose a temperatura ambiente.

E.- OBSERVACIONES: Se debe tener presente que el diagnóstico de sarna es clínico,
epidemiológico y parasitológico y que este último tiene un porcentaje de falsos negativos que
oscila entre 40-60%.

1.3. Muestras para estudio parasitológico en sangre.

El examen parasitológico en sangre, se realiza habitualmente para el diagnóstico de algunas
parasitosis hemotesiduales como: enfermedad de Chagas, paludismo, filariasis, tripanosomiasis
africana, entre otras. Excepto la enfermedad de Chagas, las otras parasitosis mencionadas son
exóticas para nuestro medio; pero se debe tener presente que el aumento en la frecuencia de viajes a
diversas partes del mundo, con fines turísticos, laborales u otros, hacen, por ejemplo, que en los
últimos años en nuestro país aumentaran los casos de pacientes con paludismo, adquiriendo
relevancia la realización de un diagnóstico clínico y de laboratorio correcto de esta parasitosis
exótica para nuestro medio.
Métodos habituales para diagnosticar parásitos en sangre, son el examen en fresco de sangre y el estudio
de películas de esta.
En relación a las películas de sangre, habitualmente se preparan 2 tipos: unas finas y otras gruesas.
Las preparaciones de películas finas, reciben el nombre de frotis y las gruesas reciben el nombre de gota
gruesa o gota espesa.
Para el diagnóstico se prefiere la gota gruesa ya que tiene 16 a 30 veces mas sangre por campo de
microscopio que un frotis, por lo que aumenta las posibilidades de detectar infecciones leves y disminuye
el tiempo necesario para efectuar un examen fiable. En una gota gruesa bien preparada, se puede examinar
aproximadamente en 5 minutos la misma cantidad de sangre que se examina en 30 minutos en un frotis.
Sin embargo, si bien un parasitólogo experimentado puede determinar el parásito y la especie en una
gota gruesa, esta técnica no es la ideal para observar las características morfológicas de los parásitos. Estas
características morfológicas, particularmente la de los parásitos del paludismo o malaria, son mas precisas
en los frotis y muchas veces estas preparaciones se requieren para la identificación definitiva de la
especie. Por estas razones para los exámenes habituales se deben preparar tanto frotis como gotas gruesas.

1.3.1. Sangre en fresco.

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Habitualmente para realizar un examen de sangre e fresco, la muestra debe obtenerse en el
laboratorio; el mismo consiste en la observación de una gota de sangre recién obtenida entre lamina
y laminilla. Es útil para la observación de tripanosomas y microfilarias (para esta última “parasitosis
exótica” es recomendable obtener las muestras durante la noche).

1.3.2. Frotis de sangre.
A.- MATERIAL NECESARIO: Láminas de vidrio limpias, aguja estéril, jeringa estéril,
material para desinfección de piel (algodón –alcohol 70º).

B.- TÉCNICA: La sangre para el examen, se puede obtener por punción digital, punción
del lóbulo de la oreja o por venoclisis. Si se emplea alcohol al 70% para desinfectar el
punto de punción se esperará que este se evapore completamente, antes de realizar la
punción.
Se coloca una gota de sangre de 2 a 4 mm de diámetro, a 1 cm de uno de los extremos
de un portaobjetos limpio y sin polvo; se apoya sobre una mesa o superficie plana,
sosteniéndolo firmemente. Se toma un segundo portaobjetos, que se sostiene con el
pulgar e índice de la mano hábil; este portaobjetos extensor se aplica sobre la superficie
del primero en ángulo de 35-45º y deslizándolo en retroceso desde la gota de sangre, se
extenderá con rapidez moderada, hasta que toda la sangre se haya extendido en una
película de mediano espesor. El espesor de la extensión se puede ajustar cambiando el
ángulo del portaobjetos extensor o la rapidez de extensión, o utilizando una gota mas
grande o mas pequeña de sangre. En las extensiones de espesor óptimo, los leucocitos
no deben estar demasiado próximos y los hematíes pueden superponerse en una parte
de ellas, pero la distribución y separación de los hematíes son buenas hacia el extremo
delgado.
El borde del portaobjetos extensor debe ser liso, de no ser así la extensión presentará
flecos con abundantes leucocitos.
El frotis debe secarse agitando rápidamente al aire. El secado lento da lugar a una
contracción artificial de las células.
El portaobjetos debe etiquetarse , marcando nombre del paciente, con lápiz en el
extremo mas grueso de la película de sangre.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es recomendable la realización de 2 o
3 frotis como mínimo.

D.- TRANSPORTE: Deben enviarse al laboratorio inmediatamente para realizar las
coloraciones, de no ser posible se mantendrán a temperatura ambiente, no mas 24 hs, ya
que la sangre empieza a perder su afinidad por los colorantes entre las 24-72 horas.

E.- MUESTRAS INADECUADAS: En el caso de que la muestra de sangre se obtenga por
venopunción, no debe usarse jeringas con anticoagulantes. Los anticoagulantes pueden causar
distorsión morfológica de los parásitos al interferir en la tinción, sobre todo los estadíos de
plasmodios, apareciendo poco coloreados o degenerados. Sin embargo no alteran la morfología
de microfilarias, ni de Trypanosomas.

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No se debe cubrir toda la superficie del portaobjetos, una extensión buena comprende
una porción mas gruesa y otra mas delgada, con una transición entre ambas; su aspecto
tiene que ser liso y nivelado, sin ondulaciones, resaltes ni poros.

1.3.3. Gota gruesa.
A.- MATERIAL NECESARIO: Láminas de vidrio limpias, aguja estéril, jeringa estéril,
material para desinfección de piel.

B.- TÉCNICA: La sangre para el examen, se puede obtener por punción digital, punción
del lóbulo de la oreja o por venoclisis. Se debe colocar 2 o 3 gotas de sangre sobre el
portaobjetos, dejando caer una encima de otra. Si la muestra se obtiene por
digitopunción se presionará el pulpejo dejando caer las gotas directamente sobre el
porta; si es por venopunción se dejará gotear directamente de la jeringa. Se deja secar a
temperatura ambiente.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Igual que para el frotis.

D.- TRANSPORTE: Igual que para el frotis.

E.- MUESTRAS INADECUADAS: Una película gruesa, debe ser lo bastante delgada
como para leer a su través un impreso; si es demasiado gruesa, se puede desprender del
portaobjetos. Las películas gruesas no deben secarse en estufas, o cerca de mecheros,
el exceso de temperatura puede fijar los eritrocitos y evitar la deshemoglobinización
que posteriormente se realizará en el laboratorio antes de teñir la lámina.

1.3.4. Muestra de sangre para microhematocrito.
Esta técnica se utiliza sobre todo en lactantes y niños pequeños, para el diagnóstico parasitológico
de enfermedad de Chagas. La misma permite la extracción de una cantidad pequeña de sangre, y
aumenta las posibilidades diagnósticas, ya que en este procedimiento mediante centrifugación, se
concentran los tripomastigotas de T.cruzi junto a los leucocitos, en la interfase eritocitos-plasma,
zona a partir de la cual se preparan las láminas para observación.

A.- MATERIAL NECESARIO: Tubos pequeños o Ependorff con anticoagulantes
(citrato, EDTA o heparina), aguja estéril, jeringa estéril, material para desinfección de
piel.

B.- TÉCNICA: La sangre para el examen, se obtiene por venopunción. Se coloca
inmediatamente en el tubo seleccionado.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con 1 a 2 ml de sangre.

D.-TRANSPORTE: Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su
procesamiento; ya que el diagnóstico se hace mediante la observación de las formas
vivas de tripomastigotas de T.cruzi. De no ser posible, la extracción de sangre deberá
hacerse en el laboratorio.

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D.- MUESTRAS INADECUADAS: No se procesarán muestras de sangre, que tengan
mas de 2-3 horas de extraídas, ya que algunos de los anticoagulantes mencionados
alteran la viabilidad de los parásitos, en forma proporcional al tiempo de exposición.

1.3.5. Muestras de sangre para centrifugación diferencial.
Esta técnica de uso poco frecuente, se utiliza para el diagnóstico parasitológico de la enfermedad de
Chagas. El fundamento de la misma es la concentración de los tripomastigotas de T.cruzi, luego de
centrifugación de la sangre a diferentes velocidades.

A.- MATERIAL NECESARIO: Tubos de 10 ml, con anticoagulantes (citrato, EDTA o
heparina), aguja estéril, jeringa estéril, material para desinfección de piel.

B.- TÉCNICA: La sangre para el examen, se obtiene por venopunción. Se coloca
inmediatamente en el tubo seleccionado.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 5-8 ml de sangre.

D.-TRANSPORTE: Igual que para el microhematocrito.

E.- MUESTRAS INADECUADAS: Igual que para el microhematocrito.

1.4. Muestra para estudio parasitológico en orina.
Las muestra de orina se puede utilizar para diagnóstico de trichomoniasis en el hombre y también es
útil para buscar huevos de Schistosoma haematobium y microfilarias.

A.- MATERIAL NECESARIO: Frasco de plástico o de vidrio de boca ancha, con tapa
de rosca hermético, limpio, seco, preferentemente estéril; jabón neutro.

B.- TÉCNICA: La muestra mas representativa es la de la primera micción de la mañana.
Lavado de manos con agua y jabón, lavado de región genital retraer completamente el
prepucio, que se mantendrá así hasta terminar de recoger la muestra, lavar el glande
con jabón neutro y enjuagar con abundante agua; luego se depositará la orina en el
recipiente.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 5-10 ml de orina.

D.-TRANSPORTE: Para la búsqueda de trichomoniasis, la orina a estudiar debe ser
recién emitida, por lo cual se enviará la muestra inmediatamente al laboratorio para su
estudio, de no ser posible se realizará la toma en el laboratorio. Para las otras
parasitosis se puede mantener en heladera, hasta 12 hs.

E.- MUESTRAS INADECUADAS: No se procesarán muestras de orina que tengan mas
de 1-2 hs de emitida, dado que el diagnóstico de trichomoniasis se establece por la

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visualización de los trofozoítos en movimiento; en períodos de tiempo mayores a los
mencionados anteriormente, estos mueren no observándose las formas móviles.

1.5. Muestra para estudio parasitológico de exudado vaginal.
Se utiliza en el diagnóstico de trichomoniasis vaginal. Habitualmente la muestra de exudado vaginal
para estudio parasitológico, micológico y bacteriológico se realiza en el laboratorio, tomándose
muestras para el estudio de las diferentes agentes etiológicos involucrados.
A. PREPARACIÓN DEL PACIENTE: Debe indicársele a la paciente que 24 horas
antes, no debe utilizar óvulos, pomadas o soluciones antisépticas vaginales; no
mantener relaciones sexuales y para realizar el examen no debe estar menstruando.

B.- MATERIAL NECESARIO: Camilla ginecológica, espéculo estéril, pipetas Pasteur
de plástico descartables o de vidrio, estériles; tubos vidrio con 1 ml de suero

C.- TÉCNICA: Con la paciente en posición ginecológica, se introducirá el espéculo, se
utilizará agua templada para lubricar si es necesario.
Se recogerá la muestra aspirando con la pipeta, de la zona de mayor exudado o del
fondo de saco vaginal posterior. Se colocará la totalidad del exudado aspirado en el
tubo con suero fisiológico.

D.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con 0.5 a 1ml de
exudado.

E.-TRANSPORTE: Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su
procesamiento; ya que el diagnóstico se hace mediante la observación de los trofozoitos
móviles de Trichomonas vaginalis. Se puede guardar en estufa a 37ºC no mas de 1
hora.

F.- MUESTRAS INADECUADAS: No son adecuadas las muestras de exudados en

1.6. Muestra para estudio parasitológico de secreciones bronquiales.
En la expectoración se pueden observar larvas de diferentes helmintos (Ascaris lumbricoides,
Srongyloides stercoralis), membranas de un quiste hidático roto, ganchos o protoescólices de la
hidátide, entre otros.

A.- MATERIAL NECESARIO: Frasco de plástico o de vidrio de boca ancha, con tapa
de rosca hermético, limpio, seco, preferentemente estéril.

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B.- TÉCNICA: La muestra a estudiar puede ser expectoración , aspirado traqueal o lavado
bronquioloalveolar. Cualquiera de ellas se colocará en el recipiente seleccionado y se
enviará la laboratorio.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 2-5 ml.

D.-TRANSPORTE: Se enviará inmediatamente al laboratorio, de no ser posible se puede
mantener en heladera, hasta 12 hs.

E.- OBSERVACIONES: Es frecuente el envío al laboratorio de moldes bronquiales
mucosos, cuya morfología se confunde con parásitos (sobre todo helmintos), se
enviará en las condiciones antes mencionadas; si es necesario se puede adicionar 1-2
ml de suero fisiológico para evitar desecación del material.

1.7. Biopsias para estudio parasitológico.
Las biopsias para este estudio, procederán de diferentes localizaciones anatómicas dependiendo de
la parasitosis que clínicamente se sospeche. Por ejemplo, en úlceras de córnea se podrán investigar
la presencia de amibas de vida libre como agente etiológico de dichas úlceras. Biopsias intestinales
permiten el diagnóstico de giardiasis, amibiasis, criptosporidiasis, isosporidiasis, en aquellos casos
en los que no se realizó el diagnóstico por las técnicas habituales; biopsias de ganglio pueden
ayudar en el diagnóstico de leishmaniasis; ocasionalmente biopsias de músculo en el diagnóstico de
triquinosis o sarcoidosis; biopsias de piel en el diagnóstico de leishmaniasis y amibiasis cutánea;
entre otras.
Frente a cualquiera de estas parasitosis que se planteen, algunas frecuentes en nuestro medio y otras
exóticas; es importante tener presente que siempre se coordinará con el laboratorio de parasitología
la oportunidad para realizar la biopsia y las condiciones en las que debe enviarse la misma, en
función de la parasitosis a estudiar. Es recomendable que además del estudio parasitológico se
realice estudio histológico del material biópsico.
La mayoría de las biopsias para estudio parasitológico deben cumplir con las siguientes
condiciones:

A.- MATERIAL NECESARIO: Frasco o tubo, de plástico o vidrio, con tapa,
herméticamente cerrado, limpio, seco y estéril. Suero fisiológico estéril. Materiales
necesarios para la ejecución de la biopsia dependiendo de la localización anatómica.

B.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista, en función de la localización anatómica de
la misma. Una vez obtenida la muestra se colocará en el recipiente seleccionado y se le
agregará 1-2 cm de suero fisiológico, en función del tamaño de la muestra (muestras
pequeñas menor cantidad de suero y viceversa, respetando el rango antes mencionado).

C.- NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con una muestra de
aproximadamente 05-1cm de diámetro. Biopsias de algunas localizaciones como por ej.
córnea pueden ser de menor tamaño.

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mantener en heladera, hasta 8-12 hs.

E.- OBSERVACIONES: El exceso de suero fisiológico, hace que los tejidos se embeban
en dicho líquido, dificultando el procesamiento del material y lectura de las
coloraciones. Las muestras sin el agregado de suero pueden desecarse, impidiendo el
procesamiento de las mismas. No se deben utilizar medios de transporte para estudio
parasitológico.

1.8. Muestras de fluídos biológicos para estudio parasitológico.
En líquidos orgánicos, habitualmente estériles, también se puede buscar la presencia de parásitos.
En humor acuoso, LCR, líquido peritoneal, pericárdico, articular etc. El líquido a estudiar estará en
función de la parasitosis que se sospeche. Por ejemplo en muestras de humor vítreo se puede
investigar la presencia de amebas, en líquido amniótico la presencia de T.gondii, entre otros.
Sin embargo no son muestras habituales para estudio parasitológico, ya que la mayoría de las
parasitosis se diagnostican por el examen de algunas de las muestras ya mencionadas o mediante
estudios inmunológicos.
La realización de dicho examen siempre debe coordinarse con el laboratorio de parasitología.

herméticamente cerrado, limpio, seco y estéril.

C.- TÉCNICA: Variará dependiendo del líquido corporal de que se trate, pero siempre se
seguirá una técnica rigurosa de asepsia de la zona a puncionar. La muestra se obtiene
por punción y se coloca en el recipiente seleccionado.

D.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 5-8 ml de líquido.

E.-TRANSPORTE: Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio, se pueden mantener
en heladera 2-4 hs.

F.- MUESTRAS INADECUADAS: No son adecuadas las muestras de líquidos en medios
de transportes, ni muestras de líquidos en hisopos.

1.9. Muestras para cultivo parasitológico.
Existen medios de cultivos diferenciales para algunas parasitosis. Esta metodología diagnóstica no
se realiza de rutina en los laboratorios de diagnóstico, sino que se utilizan sobre todo en laboratorios
de investigación. Se mencionan aquí dado que algunos de ellos están disponibles en nuestro medio
y son de ayuda diagnóstica en algunas situaciones clínicas en particular.
A modo de ejemplo se citan: medios como el NNN o LIT para el cultivo de T.cruzi, cultivos
celulares para T.gondii, cultivo celulares para G.lamblia; etc.

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La muestra a enviar dependerá de la parasitosis y de la localización anatómica de la misma (sangre,
líquido amniótico, humor acuoso, biopsias, etc.).
La obtención, el transporte y conservación de estas muestras deberá coordinarse previamente con el
laboratorio parasitológico que realice los cultivos, ya que las condiciones de la muestra dependen
del tipo de cultivo con el que se trabaje.

1.10. Muestras para trepoinvestigación.
Esta técnica se utiliza en el diagnóstico de sífilis primaria o sífilis secundaria. Básicamente consiste
en recolectar secreciones a partir de la lesión (chancro sifilítico, placas mucosas, sifilides, etc.),
mediante raspado con hoja de bisturí; el material se coloca entre lámina y laminilla y se observa
inmediatamente en microscopio de campo oscuro; el diagnóstico se establece por la morfología y
movilidad característica de Treponema pallidum.
Por las características propias de la técnica esta muestra se debe obtener en el laboratorio de
Microbiología, ya que no es posible transportar la misma porque los espiroquetes se mueren
rápidamente.

2. MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE
PARASITOSIS
La detección de anticuerpos circulantes, es una metodología de diagnóstico habitual en las afecciones
parasitarias, fundamentalmente en las parasitosis hemotesiduales. La muestra a estudiar para la
mayoría de ellas es suero.
De acuerdo a las características clínicas, antecedentes epidemiológicos, etc. Se solicitará la serología
que se considere pertinente; por ejemplo: serología para toxoplasmosis, serología para enfermedad de
Chagas, serología para toxocariasis, etc
A.- MATERIAL NECESARIO: Tubo de vidrio o plástico, con tapa de rosca hermético,
limpio y seco.

B.- TÉCNICA: Luego de realizar asepsia de la piel, se extrae sangre por venopunción.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: 5-10ml.

D.-TRANSPORTE: Se enviará inmediatamente al laboratorio.

Para algunas parasitosis también se pueden detectar antígeno circulante en suero, LCR u otros
fluidos biológicos. En estos casos se debe coordinar previamente con el laboratorio de parasitología,
tanto para obtención de la muestra como para transporte y conservación.

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v MUESTRAS MICOLÓGICAS

La eficacia con la que se realice un diagnóstico micológico correcto está vinculado al grado de
perfección con el que se conjuguen algunas de las siguientes premisas.
El primer lugar, es el médico clínico (médico general, internista, infectólogo, hematólogo,
dermatólogo entre otros especialistas) quien sospecha la presencia de una micosis, por lo cual debe
conocer los síntomas y signos de la misma, para solicitar al laboratorio la realización de los estudios
micológicos pertinentes.
Si el médico no establece un diagnóstico presuntivo de una micosis, o no logra obtener muestras
adecuadas en cantidad y calidad, o remite las muestras en contenedores inapropiados, o con el
agregado de medios de transporte o sustancias químicas no específicas para un estudio micológico,
o envía la muestra horas/días después de su obtención; el resultado de ello será la pérdida de la
muestra o un falso negativo.
Por otro lado el rol del micólogo va a ser decisivo en el diagnóstico, dado que si éste deja de
realizar la observación directa de las muestras (con fresco y coloraciones), o no selecciona para el
cultivo los medios apropiados para el aislamiento de ciertas especies de hongos, sea por omisión o
por no haber sido informado de la impresión clínica del médico solicitante, la posibilidad de
establecer un diagnóstico final correcto puede perderse o quedar gravemente comprometida.
La micosis planteada, asi como el estudio micológico y la selección de la muestra a examinar,
estará guiada por la forma de presentación clínica.
Clásicamente según su localización anatómica, las micosis se pueden dividir en: superficiales,
dermohipodérmicas, profundas localizadas y sitémicas. Según el grado de patogenicidad del hongo
se pueden dividir en: micosis causadas por agentes oportunistas, por patógenos primarios con
comportamiento oportunista o por patógenos primarios.
Actualmente no debe olvidarse que hongos que no se consideraban patógenos o se encontraban
limitado a un solo órgano pueden causar enfermedad diseminada en el inmunodeprimnido. En este
contexto se debe tener en cuenta que el aislamiento de algunos hongos en piel, mucosas u otros
sectores, puede no significar una afección localizada, sino que por el contrario ser la manifestación
de una micosis sistémica diseminada.

Conceptos generales.
• Las muestras deben estar acompañadas de su respectiva solicitud, en la que deben
constar todos los datos solicitados por el laboratorio y los que el médico considere
relevante para el estudio.
• El tipo de muestra recogida dependerá de la micosis sospechada y de su localización
anatómica.
• Los tubos, viales, frascos (vidrio o plástico) donde se recolecten las muestras deben ser
estériles y con tapón hermético y correctamente identificadas (ver conceptos generales
en muestras parasitológicas).

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Tipos de muestras mas usuales.
Las muestras en las que se realiza estudio micológico con mayor frecuencia son:

• Escamas de piel.
• Uñas.
• Pelos.
• Exudados de lesiones mucosas.
• Exudados de heridas, nódulos subcutáneos, absceso subcutáneos, entre otros.
• Hemocultivos
• Lavado bronquioloalveolar.
• Expectoración.
• LCR y otros fluídos biológicos.
• Biopsias de órganos.
• Secreciones vaginales .
• Córnea.

3. MUESTRAS PARA ESTUDIO MICOLÓGICO.

3.1. Muestras para estudio de micosis superficiales.
Este examen se solicita habitualmente para el diagnóstico de micosis superficiales tales como:
dermatofitosis, candidiasis, pitiriasis versicolor, dermatitis seborreica, entre otras.
Las dermatofitosis corresponden al parasitismo de la piel y sus anexos causada por un grupo de
hongos queratinofílicos y queratinolíticos denominados dermatofitos.
Las candidiasis superficiales corresponden a las afecciones de piel y mucosas causadas por especies de
levaduras del género Candida.
La pitiriasis versicolor es una afección de la piel causada por levaduras del género Malassezia
(clásicamentre Malassezia furfur), que se caracteriza por la aparición de máculas hipo-
hiperpigmentadas con descamación furfurácea en dicho sector.
Es ideal que la toma de muestra para este estudio se realice en el laboratorio, siendo el especialista
(Parasitólogo o especialista en Laboratorio Clínico) quien selecciona la zona mas representativa de la
afección para realizar la toma.

3.1.1. Escamas de piel
A.- MATERIAL NECESARIO: Cajas de Petri estéril, hoja de bisturí.

B.- TÉCNICA: Se realizará intenso raspado de la piel, con hoja de bisturí en la zona
afectada.
En lesiones topografiadas en piel glabra (cara, cuello, brazos, piernas, pies, entre otros); se
seleccionará preferentemente, las zonas en la que se observen bordes sobreelevados,

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eritematosos y descamantes, o en la periferia de las lesiones y en aquellos casos en los que
presenten ampollas se seccionará el techo de la misma.
Las escamas de piel recolectadas, se colocarán en cajas de Petri estériles.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es recomendable la recolección de
material suficiente para la realización de láminas para examen directo y para un mínimo de 2
tubos de cultivo.


E.- OBSERVACIONES: Se deberá tener en cuenta que la sensibilidad del estudio micológico
está directamente relacionado con la cantidad de material obtenido; por lo cual la muestra a
estudiar debe ser abundante.

3.1.2. Uñas
A.- MATERIAL NECESARIO: Cajas de Petri estéril, bisturí de punta fina, pipetas Pasteur
estériles, suero fisiológico, gasa, alcohol.

B.- TECNICA: La toma de material se realizará colocando la punta del bisturí por debajo de la
lámina ungueal y raspando firmemente; tratando de llegar al límite entre la zona sana y la
afectada visualizado clínicamente.
En los casos en los que el despagamiento de la lámina ungueal sea incipiente, se colocará
unas gotas de suero fisiológico con pipeta Pasteur por debajo de la uña con el fin de macerar
dicha zona para luego de 5-10 minutos recolectar la muestra.
En las onixis en las que predomine la afectación de la lámina externa de la uña, se obtendrá
la muestra mediante raspado intenso de dicha zona.

C.- NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Las mismas consideraciones que en el
item 3.11.


E.- OBSERVACIONES: En el caso de lesiones de uñas de pies, se puede realizar limpieza de la
zona con una gasa estéril mojada en alcohol blanco (no alcohol yodado), y realizar la toma
luego del secado completo de la zona.

3.1.3. Cuero cabelludo
A.- MATERIAL NECESARIO: Cajas de Petri estéril, hojas de bisturí estéril y pinzas sin
dientes, estériles.

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B.- TÉCNICA: Para realizar la toma de material en las tiñas de cuero cabelludo, se
recolectarán escamas de la zona alopécica, mediante raspado intenso con hoja de
bisturí; luego se observarán los pelos que estén clínicamente afectados y se extraerán
los mismos utilizando las pinzas. En los casos en los que se observen exudados
purulentos, se realizará la recolección del mismo con ansa bacteriológica y se colocará
en una lámina de vidrio limpia, extendiendo suavemente el material evitando los
acúmulos; luego se recolectará material con jeringa estéril si es abundante o con
hisopo estéril, sin medio de transporte.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Las mismas consideraciones que en el
item anterior.


3.1.4. Lesiones mucosas
A.- MATERIAL NECESARIO: Láminas de vidrio limpias, hoja de bisturí, hisopo estéril,
ansa bacteriológica (descartable o tradicional), suero fisiológico.

B.- TÉCNICA: Se realizará raspado de la zona afectada con hoja de bisturí, el material así
obtenido se colocará sobre la lámina de vidrio y se extenderá suavemente con movimientos
concéntricos, se repetirá el procedimiento hasta realizar unas 3-4 láminas promedio, éstas se
destinarán para coloraciones; si el material es abundante se colocará entre lámina y laminilla
para observación en fresco, si es escaso se puede agregar una gota de suero fisiológico para
la realización del mismo. Por último se raspará enérgicamente con ansa bacteriológica estéril
y se cultivará en los medios adecuados.
En el caso de que la toma se realice fuera del laboratorio, o que no se cuente con alguno de
los materiales antes mencionados (medios de cultivos, ansas bacteriológicas, laminillas); se
procederá de igual forma para la obtención de láminas para coloraciones y luego se tomarán
2 hisopos estériles humedecidos con suero fisiológico estéril, se pasará 2- 3 veces por la
lesión; uno de ellos se destinará para cultivos y el otro para el examen en fresco.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es recomendable la realización de varias
láminas para aumentar las posibilidades diagnósticas.

laboratorio, debe enviarse dentro de las 2-4 horas siguientes, manteniéndose la muestra
refrigerada a 4ºC en este lapso de tiempo.

E.- OBSERVACIONES: La desecación de los hisopos impide el procesamiento de la muestra.

3.1.5. Heridas de piel.
A.- MATERIAL NECESARIO: Láminas de vidrio limpias, hoja de bisturí, hisopo estéril,
ansa bacteriológica (descartable o tradicional), suero fisiológico, jeringa estéril.

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B.- TÉCNICA: Si las lesiones presentan secreciones abundantes, se puede realizar aspirado
con jeringa estéril y enviar rápidamente al laboratorio (1-2 hs). De lo contrario se tomarán
muestras raspando con hoja de bisturí preferentemente en los bordes de la lesión para la
realización de frotis para examen directo (ver técnica en item. 3.1.4) y se tomarán muestras
con hisopos para los cultivos.

C.- NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es recomendable la realización de varias
láminas y 2-3 hisopos.

laboratorio, debe enviarse dentro de las 2-4 horas siguientes, manteniéndose la muestra
refrigerada a 4ºC en este lapso de tiempo.

E.- OBSERVACIONES: ver observaciones de items. 3.1.1 y 3.1.4.

3.1.6. Secreciones vaginales.
Se utiliza para el diagnóstico de candidiasis vaginal. Ya se mencionó previamente que la muestra
de exudado vaginal para estudio micológico, parasitológico y bacteriológico se realiza en el
laboratorio, tomándose muestras para el estudio de los diferentes agentes etiológicos involucrados.

A.- PREPARACIÓN DEL PACIENTE: ver exudado vaginal para estudio parasitológico
(item. 1.5).

B.- MATERIAL NECESARIO: ver exudado vaginal para estudio parasitológico (item.
1.5).

C.- TÉCNICA: Con la paciente en posición ginecológica, se introducirá el espéculo, se
utilizará agua templada para lubricar si es necesario (no usar antisépticos u otros
lubricantes).
Se recogerá la muestra aspirando con la pipeta, de la zona de mayor exudado o del
fondo de saco vaginal posterior. Se colocará la totalidad del exudado aspirado en el
tubo con 1 ml suero fisiológico.
Si se observan lesiones en región vulvar se realizará raspado suave con hoja de bisturí,
y se extenderá en una lámina con movimientos circulares, además se tomará con ansa
bacteriológica una muestra de la zona afectada y se colocará en un tubo con 1 ml de
suero fisiológico estéril.

D.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con 1- 2 láminas para
examen micológico directo y 0.5-1ml de exudado para examen micológico en fresco y
cultivos.

procesamiento, o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 1- 2 hs.

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E.- OBSERVACIONES: Si las muestras no se procesaran inmediatamente, se debe tomar
por separado una toma para búsqueda de Trichomonas vaginales y una toma para
búsqueda de hongos, ya que la conservación de las mismas difiere, requiriéndo
conservación en estufa o heladera respectivamente.

3.1.7. Secreciones balano- prepuciales.
A.- PREPARACIÓN DEL PACIENTE: ver exudado vaginal para estudio parasitológico
(item. 1.5).

B.- MATERIAL NECESARIO: Hoja de bisturí estéril, hisopo estéril, suero fisiológico,
láminas, ansa bacteriológica.

C.- TÉCNICA: Se realizará raspado suave con hoja de bisturí, y se extenderá en una
lámina con movimientos circulares en las zonas donde se observen lesiones. Con ansa
bacteriológica estéril se tomará una muestra de la zona afectada mediante raspado
intenso, se colocará en un tubo con 1 ml de suero fisiológico estéril.
Si las lesiones son exudativas se tomará también una muestra con hisopo estéril.

D.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con 1- 2 láminas para
examen micológico directo y 0.5-1ml de exudado para examen micológico en fresco y
cultivos.

procesamiento, o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 1- 2 hs.


3.1.8. Lesiones corneales.
Las lesiones traumáticas a nivel de córnea son relativamente frecuentes, en estas situaciones las
queratitis micóticas adquieren relevancia y por ende su diagnóstico correcto y oportuno, teniendo
en cuenta que la evolución de las mismas es rápidamente progresiva con compromiso de
estructuras profundas. Los agentes involucrados son levaduras y mohos muchos de los cuales son
contaminates ambientales (por ej. Aspergillus, Fusarium, Candida, Dematiáceas, entre otros).
Es ideal que la toma se realice en el laboratorio, la muestra la recolectará el oftalmólogo y el
especialista de Laboratorio realizará los frotis y cultivos en el momento.

A.- MATERIAL NECESARIO: ansas bacteriológicas descartables, láminas
(portaobjetos), mechero bunssen, medios de cultivos.

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B.- TÉCNICA: Se visualizará la lesión corneal con una buena iluminación, y se raspará
con el ansa bacteriológica preferentemente sobre los bordes de la úlcera, se extenderá el
material en las láminas. Se procederá de la misma forma para realizar los cultivos, los
que se sembrarán al lado del mechero. Para la obtención de cada una de las muestras se
utilizará un ansa que se descartará.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Se requieren como mínimo 2 láminas
para examen micológico directo y deben realizarse un mínimo de 3 cultivos en
Sabouraud-Cloramfenicol.

F.- MUESTRAS INADECUADAS: No son adecuadas las muestras que se realizan con
antibioticoterapia o antimicóticos previos y tampoco si se utilizaron colirios
anestésicos, ya que pueden inhibir el desarrollo del hongo.

3.1.9. Conducto auditivo externo.
Está indicado para la búsqueda de otitis externa de etiología micótica, los mohos del género
Aspergillus son los involucrados frecuentemente en esta entidad.

A.- MATERIAL NECESARIO: ansas bacteriológicas descartables, láminas
(portaobjetos), hisopos estériles, suero fisiológico estéril.

B.- TÉCNICA: Se visualiza con otoscopio el conducto auditivo externo y se realizan las
tomas con ansa bacteriológica mediante raspado intenso de la zona afectada, se coloca
el material obtenido en láminas (portaobjetos) y se recolecta material con hisopo en
forma estéril para los cultivos.

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Se requieren como mínimo 2 láminas
para examen micológico directo y 2 hisopos para cultivos.

F.- OBSERVACIONES: Si las secreciones son escasas o las lesiones se caracterizan por
ser eczematoasas y secas , debe embeberse previamente el hisopo en suero fisiológico
estéril.

3.2. Muestras para estudio de micosis dermohipodérmicas.
En este grupo de micosis se encuentran esporotricosis, cromomicosis, feohifomicosis, entre
otras.
La lesiones por este grupo de micosis se caracterizan por su pleomorfirmo en la presentación
clínica; se pueden observar nódulos de tamaño pequeño o grandes, únicos o múltiples, que se

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adhieren a la piel supraadyacente, con presencia o ausencia de ulceración de piel, que deforman
la región, entre otras características.
Dependiendo de las características clínicas de la lesión, es como se seleccionará la muestra a
estudiar.
Para el estudio de este grupo de micosis es fundamental que la muestra se tome en el laboratorio
por el especialista y la mayoría de las veces para establecer un diagnóstico certero es necesario
tomar mas de una muestra.
La muestra se podrá obtener por compresión intensa de bordes laterales de la lesión, sobre todo
en aquellas lesiones nodulares con pequeñas ulceraciones; o por punción con aguja y jeringa de
los nódulos subcutáneos, o por escarificación de la piel y compresión de la zona, o por raspado
del subcutáneo, etc.
Es fundamental para el diagnóstico de estas micosis la obtención de muestras representativas
(en calidad y cantidad).

3.3. Muestras para estudio de micosis profundas.

En este grupo se encuentran gran cantidad de agentes micóticos que son capaces de causar
enfermedad profunda localizada o sistémica.
Las muestras a estudiar son diversas dependiendo de la localización de la micosis.
Si se sospecha una micosis profunda es importante que el médico examine cuidadosamente piel
y mucosas ya que alguna de estas micosis en su diseminación afectan este sector del organismo,
siendo piel y mucosas una zona de fácil acceso que puede establecer un diagnóstico precoz,
evitando las obtención de muestras por técnicas invasivas y lo mas importante permitiendo
establecer un tratamiento específico en forma inmediata.
En todo paciente en quien se establezca un diagnóstico presuntivo de micosis profunda
sistémica debe estudiarse mas de una muestra. Por ejemplo si se obtiene LCR de un paciente
que se sospecha una micosis, se debe enviar muestras de esputo y sangre. No es excepcional el
hallazgo de Cryptococcus neoformans en sangre, con examen directo y cultivos negativos para
LCR.
Además siempre debe interrogarse acerca de viajes a regiones endémicas para despistar micosis
exóticas para nuestro medio, como por ej: coccidiodomicomicosis.
En pacientes inmunodeprimidos pueden presentarse diversas infecciones micóticas oportunistas
y emergentes de localización profunda; las diferentes especies de Aspergillus, Fusarium,
Zygomicetos, levaduras del genero Candida y hongos del grupo de las Dematiáceas (hongos de
pared color marrón-negro), entre otros, así como bacterias filamentosas integrantes del grupo
de los Actinomycetales; se encuentran ampliamente distribuidas en la naturaleza, encontrándose
como microorganismos ambientales de la flora anemófila, o como flora normal de piel y
mucosas. Por tanto para poder interpretar el rol de estos agentes micóticos es fundamental que
se seleccionen las muestras a estudiar en forma apropiada y que se tomen en las condiciones
adecuadas; no debiéndose olvidar que en estas situaciones es muy importante el encare en
conjunto del médico clínico con el especialista de laboratorio.
Los médicos debemos permanecer alerta a cerca de las afecciones fúngicas oportunistas en
cualquier paciente con alteración de la respuesta inmune; en estos pacientes los síntomas y
signos habituales pueden quedar enmascarados por lo cual puede estar indicado el estudio de

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secreciones, de lesiones de piel, etc., incluso en ausencia de signos característicos de infección
micótica.

3.3.1. Muestras del tracto respiratorio inferior.
3.3.1.1. Expectoración.
Se emplea sobre todo para el estudio de las siguientes micosis: histoplasmosis,
paracoccidiodomicosis, aspergilosis pulmonar, criptococosis. Tiene como desventaja que el
aislamiento de hongos a partir de esta muestra o la visualización de los mismos en el examen
micológico directo tiene una baja sensibilidad dependiendo del hongo en cuestión.
Sin embargo es una muestra de fácil recolección, que si se obtiene correctamente puede
establecer el diagnóstico de algunas de las micosis antes mencionadas. De forma tal que es
correcto solicitar una muestra de expectoración para estudio micológico, antes de poner en
práctica técnicas invasivas para la obtención de secreciones; pero teniendo siempre como
premisa que un resultado negativo no invalida el diagnóstico y por tanto se debe seguir el
algorritmo diagnóstico con el estudio de otras muestras.

A. - MATERIAL NECESARIO: Recipiente de boca ancha, con tapa de rosca, de
cierre hermético, estéril.

B.- TÉCNICA: Se indicará al paciente realizar higiene bucal con cepillado de dientes, en
forma habitual al levantarse, luego enjuagarse la boca con agua destilada o suero
fisiológico y expectorar dentro del frasco. Se explicará al paciente que el frasco se
destapará solo en el momento de colocar la expectoración en su interior y se cerrará
rápidamente.

D.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con 2-5 ml de
secreciones.

procesamiento, o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs.

F.- MUESTRAS INADECUADAS: muestras que no han sido refrigeradas para su
traslado o conservación antes el envío al laboratorio. Muestras que contengan saliva
mayoritariamente.

E.- OBSERVACIONES: En casos de expectoración escasa se puede inducir el esputo
realizando nebulizaciones con 5-10 ml de suero fisiológico.

3.3.1.2. Lavado bronquioloalveolar.
Se emplea habitualmente para el estudio de las siguientes micosis: neumocistosis,
histoplasmosis, paracoccidiodomicosis, aspergilosis pulmonar, criptococosis.

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Es la técnica de elección para el diagnóstico de neumocistosis, no siendo muestras
representativas las de expectoración o esputo inducido.

A.- MATERIAL NECESARIO: Fibrobroncoscopio, alcohol, suero fisiológico, gasa y
algodón estériles, recipiente estéril (de vidrio o plástico).

C.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista; existen diferentes ténicas de
lavadobronquioloalveolar (ver LBA para muestras bacteriológicas).

D.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con 5-10 ml de
secreciones.


F.- MUESTRAS INADECUADAS: muestras que no han sido refrigeradas para su
traslado o conservación antes el envío al laboratorio. Muestras que contengan suero
fisiológico mayoritariamente.

3.3.1.3. Biopsia de pulmón.
Se emplea habitualmente para el estudio de las siguientes micosis: neumocistosis
histoplasmosis, paracoccidiodomicosis, criptococosis, aspergilosis pulmonar y candidiasis
pulmonar.
Esta muestra es la mas representativa para el estudio de micosis en el parénquima pulmonar y en
algunos casos la única que permite establecer un diagnóstico certero como por ejemplo en el
caso de las candidiasis pulmonares.
Por ser una maniobra invasiva debe reservarse para aquellos casos en los que no se ha
establecido un diagnóstico con el estudio de las muestras antes mencionadas.

A.- MATERIAL NECESARIO: El material necesario para la ejecución de la biopsia y
para conservación y transporte de la muestra tubo o frasco pequeño de vidrio, estéril
de cierre hermético y suero fisiológico estéril.

B.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista que la realiza; la misma puede ser
transbrónquica con fibrobroncoscopía o a cielo abierto mediante cirugía. La muestra
obtenida se colocará en el recipiente en forma estéril y se le agregará 1-2 ml de suero

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con una pieza de
aproximadamente 0,5-1 cm de diámetro.


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E.- MUESTRAS INADECUADAS: Son inadecuadas aquellas muestras que se envíen al
laboratorio y se hayan desecado o no hayan sido manejadas en condiciones correctas de
asepsia. No se colocarán en formol u otras sustancias utilizadas habitualmente para
estudio histológico.

3.3.2. Muestras de líquidos biológicos.
3.3.2.1. LCR.
Se emplea habitualmente para el diagnóstico de criptococosis, pero también sirve para el estudio
de otras micosis que afecten el sistema nervioso central.

A.- MATERIAL NECESARIO: Algodón y gasas estériles, alcohol, yodofón u otro
antiséptico, campos estériles, spinocath, tubo o frasco pequeño de vidrio, estéril y de
cierre hermético.

B.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista (ver descripción en LCR para estudio
bacteriológico).

C.- NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con 1-2 ml de LCR.


E.- MUESTRAS INADECUADAS: Muestras que no se han trasladado inmediatamente y
han sido mantenidas a temperatura ambiente o en estufa; muestras con medio de
transporte.

3.3.2.2. Otros líquidos biológicos: líquido pleural, líquido
peritoneal, humor acuoso, líquidos de drenaje, entre otros.
Se emplea habitualmente para el diagnóstico de las micosis sistémicas antes mencionadas, las
mismas pueden estar afectando un parénquima o ser diseminadas y el sector que se esté
estudiando ser una expresión de dicha diseminación. También sirve para el estudio de otros
agentes micóticos emergentes que pueden afectar a pacientes inmunodeprimidos, internados en
Unidades de Cuidados Intensivos, entre otros.

A.- MATERIAL NECESARIO: Algodón y gasas estériles, alcohol, yodofón u otro
antiséptico, campos estériles, aguja y jeringa para punción (en función del sector
anatómico a puncionar), tubo o frasco pequeño de vidrio, estéril y de cierre hermético.

B.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista. El el caso de los líquidos de drenaje, la
muestra se debe recolectar en forma estéril por punción del tubo de drenaje luego de
la desinfección del mismo con alcohol.

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C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Entre 1-5 ml dependiendo del
líquido a estudiar, por ej. si es humor acuoso es suficiente con 1 ml, si es líquido de
drenaje es deseable 5 ml.

E.- TRANSPORTE: Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su
procesamiento o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs.

F.- MUESTRAS INADECUADAS: Muestras que no se han trasladado inmediatamente y
han sido mantenidas a temperatura ambiente o en estufa; muestras con medio de
transporte.

3.3.3. Biopsias. Ganglio, hígado, médula ósea, riñón, cornea, piel,
etc.
Estas muestras se utilizan fundamentalmente para el estudio de las micosis profundas localizadas
o sistémicas.

herméticamente cerrado, limpio y estéril. Suero fisiológico estéril. Materiales
necesarios para la ejecución de la biopsia dependiendo de la localización anatómica.

B.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista, en función de la localización anatómica de
la misma. Una vez obtenida la muestra se colocará en el recipiente seleccionado y se le
agregará 1-2 cm de suero fisiológico, en función del tamaño de la muestra (muestras
pequeñas menor cantidad de suero y viceversa, respetando el rango antes mencionado).

C.- NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Es suficiente con una muestra de
aproximadamente 05-1cm de diámetro. Biopsias de algunas localizaciones como por ej.
córnea pueden ser de menor tamaño.


E.- OBSERVACIONES: El exceso de suero fisiológico, hace que los tejidos se embeban
en dicho líquido, dificultando el procesamiento del material y lectura de las
coloraciones. Las muestras sin el agregado de suero pueden desecarse, impidiendo el
procesamiento de las mismas. No se deben utilizar medios de transporte. No se deben
conservar a temperatura ambiente o en estufa. No se colocarán en formol u otras
sustancias utilizadas habitualmente para estudio anatomopatológico.

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3.3.4. Lesiones de piel.
Como se mencionara previamente las lesiones en piel y mucosas pueden ser una manifestación
de una micosis sistémica diseminada. En nuestro país esas lesiones son causadas por
Histoplasma capsulatum, Cryptococcus neoformans y Paracoccidiodies brasiliensis.
Las lesiones causadas por estas micosis se caracterizan por su pleomorfismo, pueden ser lesiones
maculares, maculo-papulares, vesiculosas, costrosas, ulceradas, entre otras. La muestra se tomará
mediante escarificación de la lesión en caso de que no esté ulcerada con compresión de los
bordes laterales de la misma, realizando improntas por aposición directamente sobre la lesión. En
los casos que sean microabscesos se escarificara y se toma el contenido del mismo para las
muestras. En las lesiones costrosas se extrae la costra y luego se comprime los bordes de la
lesión. Las muestras de mucosa oral se toman por raspado con hoja de bisturí , directamente de la
lesión preferentemente de los bordes.
Es fundamental que la muestra de estas lesiones se tomen en el laboratorio por el especialista,
donde se realizarán frotis para coloraciones, examen en frescos y cultivos o en su defecto si el
paciente está hospitalizado y no puede desplazarse, deberá ser el especialista quien realice la
toma para estudio micológico.

3.3.5. Hemocultivo para hongos.
Se emplea para el diagnóstico de las micosis profundas sistémicas antes mencionadas.
La técnica para obtención del hemocultivo es igual que para estudio bacteriológico. Los frascos
para realizar el hemocultivo se solicitarán al laboratorio. Se solicitará específicamente “estudio
micológico en hemocultivo”, en la boleta de pedido de estudio (ver sector hemocultivos para
muestras bacteriológicas).

3.3.6. Mielocultivo para hongos.
Es útil en el estudio de micosis profundas sistémicas.

A.- MATERIAL NECESARIO: Jeringa y aguja estéril, algodón, alcohol, yodofón u otro
antiséptico, xylocaína, tubo de vidrio o frasco pequeño estéril de cierre hermético.

B.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista, quien también seleccionará el sitio
anatómico de punción (esternón, cresta ilíaca), una vez obtenida la muestra, se descarta
la aguja y se coloca el material en el recipiente seleccionado.

aproximadamente 1 ml.


E.- OBSERVACIONES: No se deben utilizar medios de transporte. No se deben
conservar a temperatura ambiente o en estufa. No se colocarán en formol u otras
sustancias utilizadas habitualmente para estudio anatomopatológico ni se agregará
suero fisiológico.

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4. MUESTRAS PARA ESTUDIO INMUNOLÓGICO DE MICOSIS
PROFUNDAS.

La detección de anticuerpos circulantes para el diagnóstico de micosis profundas es una
metodología habitual en el estudio de micosis profundas tales como: aspergilosis, histoplasmosis y
paracoccidiodomicosis.
La muestra a estudiar es suero y las técnicas mas frecuentemente utilizadas para la serología de
micosis profundas son las de precipitación en agar.
Se debe tener presente que este estudio serológico es útil en el diagnóstico de micosis profundas en
pacientes inmunocompetentes, perdiendo valor en pacientes inmunodeprimidos en quienes la
serología es negativa; adquiriendo relevancia entonces en este grupo de pacientes el examen
micológico tradicional y la detección de antígenos circulantes.
Ver material, técnica, volumen y transporte en muestras para estudio inmunológico de parásitos,
item. 2.
En algunas micosis adquiere valor la detección de antígeno circulante en LCR, suero u otros fluídos
biológicos.
Por frecuencia se menciona la criptococosis, el estudio que se realiza es “detección de antígeno
circulante”, la técnica que se utiliza es la aglutinación de partículas de látex y la muestra de elección
a estudiar es LCR, dada la mayor sensibilidad y especificidad de la técnica en esta muestra.

A.- MATERIAL NECESARIO: Material necesario para punción lumbar (ver punción
lumbar para muestras bacteriológicas), tubo o frasco de vidrio pequeño de vidrio,
estéril.

B.- TÉCNICA: Es de resorte del especialista.

aproximadamente 1 ml de LCR.


E.- MUESTRAS INADECUDAS: No son adecuadas muestras con medios de transporte.
No se deben conservar a temperatura ambiente o en estufa.

F.- OBSERVACIONES: Está indicada la búsqueda de antígeno circulante de
Cryptococcus neoformas en LCR, en todo LCR con examen micológico directo con
tinta china negativo, en quien se plantee clínicamente la sospecha de criptococosis.

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BIBLIOGRAFÍA
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Microbiology Laboratory in the Diagnosis of Infectious Diseases: Guideline to Practice
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15. Athias A. Parasitología Clínica, 3ª Ed. Publicaciones Técnicas. Mediterráneo Lda. Chile, 1996

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AUTORES

Dr. Leonardo Anzalone Cantoni
Profesor Adjunto Departamento de Laboratorio Clínico
Facultad de Medicina
Tel: 6131931
E mail: anzacons@adinet.com.uy

Dra. Cristina Arenas Giménez
Postrgrado de Microbiología
Tel: 6220302
E. mail: goddone@netgate.com.uy

Dra. Raquel Ballesté Alaníz
Profesor Adjunto Dpto. de Laboratorio Clínico
Profesor Adjunto Dpto. de Parasitología
Tel: 6825885
Fax: 4873104
E. mail: ballraq@adinet.com.uy

Dra. Cristina Bazet Ugalde
Profesor Agregado Dpto. de Laboratorio Clínico
Tel: 7071743
Fax: 4878701
E. mail: bazet@internet.com.uy

Dr. Julio Blanco Toloza
Tel/Fax: 9006661
E. mail: jblanco@movinet.com.uy

Dra. Marcela Legnani Cardoso
Asistente del Dpto. de Laboratorio Clínico
Tel: 03346034
E. mail: mlegnani@adinet.com.uy

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Dra. Grisel Rodríguez Cuns
Profesor Adjunto de Dpto. de Bacteriología y Virología
Tel: 2043069
E. mail: griselrc@adinet.com.uy

Dr. Roberto Salvatella Agrelo
Profesor Agregado Dpto. de Parasitología
Consultor OPS/OMS
Tel: 7073589/90/81
Fax: 7073530
E.mail: salvater@uru.ops-oms.org

Dra. Verónica Seija Scarone
Profesor Adjunto de Dpto. de Bacteriología y Virología
Tel: 6966780
E. mail: seinall@hotmail.com.uy

Tecnicashistologicas 3

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