Prác 2 capa fina final

Reporte de práctica de laboratorio
Práctica No. 2: “Cromatografía en Capa Fina”
Análisis Cromatográfico y de Masas
Docente: Dra. Laura Paloma Correa Cuevas
Equipo No. 2
Integrantes
Cuevas Ayón Dalia Getzabeth
Flores Nungaray Marcos Abdiel
Gutiérrez Rojas Christian Ulises
Ibal Rodríguez Carlos Alexis
Martinez Marquez Gabriela
Paez Rodríguez Connie Rubí
Ramos Jara Dalia Iztel
Román Dávalos Moisés Alejandro
Zamora Galván María Esther
Sexto semestre Grupo: 6° C
Turno Vespertino
28 de abril de 2015
Universidad Autónoma de Nayarit
Unidad Académica de Ciencias Químico Biológicas y Farmacéuticas

Práctica 2 “Cromatografía en capa fina”
1. Introducción
La cromatografía en capa fina (en inglés thin layer chromatography o TLC) es
una técnica analítica rápida y sencilla, muy utilizada en un laboratorio de
Química Orgánica. Entre otras cosas permite:
‐ Determinar el grado de pureza de un compuesto. Se puede determinar así,
por ejemplo, la efectividad de una etapa de purificación.
‐ Comparar muestras. Si dos muestras corren igual en placa podrían ser
idénticas. Si, por el contrario, corren distinto entonces no son la misma
sustancia.
‐ Realizar el seguimiento de una reacción. Es posible estudiar cómo
desaparecen los reactivos y cómo aparecen los productos finales o, lo que es
lo mismo, saber cuándo la reacción ha acabado.
La muestra a analizar se deposita cerca de un extremo de una lámina de
plástico o aluminio que previamente ha sido recubierta de una fina capa de
adsorbente (fase estacionaria). Entonces, la lámina se coloca en una cubeta
cerrada que contiene uno o varios disolventes mezclados (eluyente o fase
móvil). A medida que la mezcla de disolventes asciende por capilaridad a
través del adsorbente, se produce un reparto diferencial de los productos
presentes en la muestra entre el disolvente y el adsorbente.
Adsobentes y eluyentes
Los dos adsorbentes (fase estacionaria) más ampliamente utilizados son la gel
de sílice (SiO2) y la alúmina (Al2O3), ambas de carácter polar. La alúmina
anhidra es el más activo de los dos, es decir, es el que retiene con más fuerza
a los compuestos; por ello se utiliza para separar compuestos relativamente
apolares (hidrocarburos, haluros de alquilo, éteres, aldehídos y cetonas). El gel
de sílice, por el contrario, se utiliza para separar sustancias más polares
(alcoholes, aminas, ácidos carboxílicos). El proceso de adsorción se debe a
interacciones intermoleculares de tipo dipolo‐dipolo o enlaces de hidrógeno
entre el soluto y el adsorbente. El adsorbente debe ser inerte con las
sustancias a analizar y no actuar como catalizador en reacciones de
descomposición. El adsorbente interacciona con las sustancias mediante
interacción dipolo‐dipolo o mediante enlace de hidrógeno si lo presentan.
El orden de elución de un compuesto se incrementa al aumentar la polaridad
de la fase móvil o eluyente. Este puede ser un disolvente único o dos miscibles
de distinta polaridad. En el siguiente recuadro se recoge por orden creciente de
fuerza eluyente los disolventes más comúnmente empleados.

Hexano < tetraclorometano < cloroformo < diclorometano < acetato de etilo <
acetona < 2‐propanol < metanol <agua
En general, estos disolventes se caracterizan por tener bajos puntos de
ebullición y viscosidad, lo que les permite moverse con rapidez. Raramente se
emplea un disolvente más polar que el metanol. Usualmente se emplea una
mezcla de dos disolventes en
proporción variable; la polaridad de la mezcla será el valor promediado en
función de la cantidad de cada disolvente empleada. El eluyente idóneo para
cada caso ha de encontrarse por "el método del ensayo y del error".
Gel de sílice.
Es una forma granular y porosa de dióxido de silicio, hecho a partir de silicato
sódico. Es un gel sólido y duro, de aspecto cristalino, poroso, inerte, no tóxico e
inodoro. Su fórmula molecular es SiO2.nH2O, casi insoluble en agua y en
cualquier otro disolvente. Es químicamente estable, sólo reacciona con ácido
fluorhídrico y con álcali.
El gel de sílice, también conocido como Silicagel, es un producto absorbente
que puede diferenciar la adsorción de diferentes moléculas, actuando como un
adsorbente selectivo en procesos de cromatografía, tanto en columna como en
placa fina. El gel de sílice está catalogado como el de mayor capacidad de
absorción de los que se conocen actualmente, y bajo diferentes métodos de
fabricación, se pueden conseguir diferentes tipos de gel de sílice con diversas
estructuras de poro, pudiendo llegar a absorber hasta un 40% de su propio
peso en agua, por lo que es usado también para reducir la humedad en
espacios cerrados.
Revelado de las placas
La mayor parte de las placas de cromatografía llevan un indicador fluorescente
que permite la visualización de los compuestos activos a la luz ultravioleta (254
nm). El indicador absorbe la luz UV y emite luz visible. La presencia de un
compuesto activo en el UV evita que el indicador absorba la luz en la zona en
la que se encuentra el producto, y el resultado es la visualización de una
mancha en la placa que indica la presencia de un compuesto.
En el caso de compuestos que no absorben luz UV, la visualización (o
revelado) del cromatograma requiere utilizar un agente revelador. Este tiene
que reaccionar con los productos adsorbidos proporcionando compuestos
coloreados.
Yodo: revelador universal. Se observarán manchas marrones o amarillas. Al
quitar la placa del contacto con los vapores las manchas se decoloran.

Sulfúrico con calor: método destructivo. Se rocía la placa con sulfúrico al 50% y
se coloca en estufa a 120 °C por unos minutos. Aparecerán manchas
marrones, pardas, rojizas, opacas.
Reactivos de color: específicos para cada grupo químico o compuesto.
Si la placa es preparativa no pueden usarse reveladores destructivos.
2. Metodología
Objetivo:Aprenderás a realizar la cromatografía de capa fina e identificaras los diferentes
componentes y etapas de la cromatografía incluyendo la detección.
Reactivos:
*Fase estacionaria: Dos cromatoplacas
de silicagel 60 F254 10X20 en soporte de
aluminio.
*Lápiz HB con punta fina (Traer
sacapuntas, no usar portaminas) y regla
de acero de 30 cm (una por equipo.
Tijeras.
*Extractos etanolicos de plantas o
productos lácteos.
*Fase móvil: cloroformo: Metanol= 9:1
*Yodo en un recipiente semejante a la
cámara cromatografica.
*Capilares.
Materiales:
*Cámara cromatografica para 20X20 cm
(preferentemente uno por cada 3
equipos).
*Plancha de calentamiento.
*Jeringas Hamilton de 100 o 200 micro
litros.
*Mechero con ganas.
*Lámpara UV de onda larga y corta.
Método:
En la cámara cromatográfica, coloca el volumen suficiente de fase móvil a un nivel de
0.5cm (o menos) por arriba del fondo. Tapar y colocarlo en una mesa que no será agitada.
Contar el tiempo para que se estabilice el solvente.
Con el lápiz, traza el origen a 1cm del lado inferior de la cromatoplaca, como indica la
figura 1. Marcar cada cm un punto para identificar el origen (figura 2). Del otro lado marca
el frente a 0.2cm del lado superior. Calentar la cromatoplaca a 60ºC por veinte minutos.
Estirar un capilar para generar varios capilares delgados para dejar muestras.
Los puntos en los extremos y a un cm de los extremos laterales no se usaran. Coloca
aproximadamente 50 microlitros de cada extracto con orígenes diferentes. Esperar a que
se sequen. Recuerda cuidar que la mancha del origen debe ser lo más pequeña posible.

Verificar que hayan pasado cuando menos unos 40 minutos en que el solvente se ha
estabilizado en la cámara cromatográfica.
Una vez estabilizado, colocar con mucho cuidado la cromatoplaca. Tapar y sin mover,
esperar que la fase móvil absorba hasta el frente. Una vez que llegue hasta el frente,
retirar la cromatoplaca y esperar a que seque o calentar a 50 – 60º hasta que se seque.
Con ayuda del lápiz, marcar las manchas que hayan quedado. Toma una foto y calcular el
factor de retención de cada mancha.
Coloca la cromatoplaca en la cámara con yodo. Espera tres minutos. Retira la
cromatoplaca con mucho cuidado y dejar secar. Revisa si las manchas quedaron igual o
algunas otras son ahora notables. Si se tiene revelador aplicar y dejar secar.
Figura 1.- Esquema del cuadro de papel, se muestra la línea de origen
Figura 2.- Esquema del papel para cromatografía, se muestra el frente y las marcas para
colocar las manchas de tinta.
3. Resultados y Discusiones
3.1. Preparativos para la práctica
En esta primera parte de la práctica, los docentes encargados
realizaron la elaboración de la fase móvil a partir de los eluyentes
disponibles, siendo en este caso Cloroformo y Metanol, ambos
Cámara cromatográfica de
vidrio. En el interior de éste
equipo se encuentra saturada
la fase móvil,

en proporción 9:1, es decir, se realizó una disolución que contenía 9 veces más volumen
de cloroformo que de metanol en la misma. Tras realizar la fase móvil, este solvente se
añadió a una cámara cromatográfica de vidrio hasta una altura de 0.5 cm por arriba del
fondo de la misma, para después taparse por un tiempo aproximado de media hora. Este
equipo tiene como propósito aislar en su atmósfera interior toda la saturación posible de
vapor que genere la fase móvil, para que éste solvente no pierda cantidades pequeñas de
volumen que pudiesen afectar su polaridad al momento de la separación en la fase
estacionaria. Para saturar de manera favorable la atmósfera con la fase móvil, éste
disolvente se impregnó a su vez en las paredes internas de las cámara, con el fin de
regular la temperatura de la misma y evitar la evaporación.
Tras la preparación y conservación de la fase móvil, se procedió a elegir la fase
estacionaria a utilizar, siendo en este caso una cromatoplaca de gel 60 F254 (12x10 cm
aproximadante) en soporte de aluminio. Esta cromatoplaca se conforma de sílice
(también llamado silica gel o ácido sílico), un agente adsorbente de naturaleza polar que
tiene la capacidad de retener aquellos compuestos que posean una polaridad similar en
su estructura a partir de las acción de las fuerzas electrostáticas que se generen entre
ambos. El soporte de aluminio complementa a la fase estacionaria, ya que este agente lo
“sostiene” o da firmeza para que no pueda moverse durante la fase de separación.
Después de trazar con un lápiz HB en la cromatoplaca (en la parte del sílice) las líneas
“origen” (al igual que los 9 puntos por cada cm de longitud de esta línea) y “frente”, se
procede a calentarla a 60°C por 20 minutos, con el fin de evaporar y/o evitar la adsorción
aquellos agentes extraños que contenga en su estructura, que pudieran afectar la
separación cromatográfica.
Luego, se procedió a elección y manejo los instrumentos que
nos ayudarían a colocar nuestras muestras problema; El
primero en utilizar fue el capilar, instrumento de vidrio de
tamaño pequeño que permite captar y retener por medio de su
entrada estrecha aquellos fluidos que ingresen en el mismo a
partir de la capilaridad que se genera entre la muestra y el
medio de este material, permitiendo su fácil manejo y
transporte sin desperdiciar cantidad alguna. Antes de la
recolección de muestra problema, este instrumento se adapta a
un tamaño más favorable para su manejo, es decir, el
capilar se estila por medio de calor para generar una
estructura moldeable a voluntad, que permita un mejor
manejo de líquido para su posterior uso. El segundo
instrumento utilizado fue una jeringa “Hamilton” con
capacidad de 100 μl, el cual por medio de su émbolo
genera un fenómeno de retención por capilaridad, el cual
permite extraer una muestra. A diferencia de un capilar,
la jeringa Hamilton permite extraer y
manejar la muestra de una manera
cuantificable, es decir, se conoce la
cantidad que se empleará de la
misma en el método de separación,
Estiramientodel capilar
De izq. a der. los puntos 0,
1, 2, 3, 4, 5, 6, 7 y 8
elaboradossobre la
cromatoplaca).
0 1 2 3 4 5 6 7 8

esto lo hace un instrumento más exacto y confiable en la aplicación de separaciones
cromatográficas.
3.2. Separación por capilaridad
Al contar con nuestra fase estacionaria, fase móvil y los instrumentos necesarios (los
capilares y jeringa Hamilton) a utilizar, se procedió a realizar la separación de las
muestras problemas por capilaridad.
Primero, se coloca en la cromatoplaca las muestras que quieren separarse, siendo en
este caso “Extracto de chile”, “Árbol de té” y ”Extracto de rosas”. Estas muestras fueron
añadidas a partir del punto 1 y hasta el punto 7 marcados en la cromatoplaca (los puntos
0 y 8 no fueron utilizados debido a su cercanía con los bordes de la cromatoplaca, ya que
al momento del corrimiento puede perderse muestra problema). En el punto 1, 3 y 5 se
añadieron con ayuda de los capilares, las muestras de extracto de chile, árbol de té y
extracto de rosas, en ese orden, mientras que en los puntos 2, 4, 6 y 7, fueron añadidos
con ayuda de la jeringa Hamilton con una dosis de 50 μl las muestras mencionadas
anteriormente con el orden previamente mencionado (en el punto 6 y 7 se añadió la
muestra de extracto de rosas, con la diferencia de que en el último punto fue añadido por
el docente responsable). Al terminar de añadir las muestras problema a la cromatoplaca,
se procedió dejar a secar las mismas sobre una plancha a 60°C, con el fin de evaporar el
exceso de muestra problema que pudiese interferir con las otras durante el corrimiento.
:
Después de dejar secar la cromatoplaca con las muestras, la fase estacionaria se
introdujo con la parte del sílice hacia el frente (para visualizar las muestras) en la cámara
cromatográfica ya estabilizada con la fase móvil de Cloroformo-Metanol, con el fin de
iniciar el proceso de separación por capilar. Después de añadirla, la cámara se cerró y
empezó el corrimiento de las muestras. A continuación se obtuvieron los siguientes
resultados.
3.2.1. Corrimiento de las muestras problema
Imagen Izq.: Colocaciónde muestra por capilar.
Imagen Der.: Colocaciónde muestra por jeringa
Hamilton.

Inmediatamente, la fase móvil al entrar en contacto con la cromatoplaca, ascendió
rápidamente por capilaridad, provocando el corrimiento de las muestras también de
manera ascendente. En este caso, eluyente Cloroformo-Metanol
9:1, al contar con un mayor volumen del primer compuesto, la
carga neta entre otros compuestos es igual y por tanto pueden
vencerse fácilmente las fuerza intermoleculares de los compuestos
con los que entra en contacto. Al predominar el cloroformo,
podemos decir que esta fase móvil posee un alto carácter apolar,
que a su vez, obedece un principio químico que dice que
“semejante disuelve a semejante”, es decir, al agregar este
eluyente apolar, el adsorbente arrastrará los compuestos con él, de
esta manera, ciertos componentes de las muestras que son
polares se adsorben en la fase estacionaria en el lugar de origen, y
a medida que se produce la elución, van siendo desplazados y
solubilizados los componentes apolares junto el disolvente de la
fase móvil, provocando así la separación. En el caso del metanol
de la fase móvil, al estar en menor proporción, el carácter polar
del solvente se ve desfavorecido, sin embargo, este puede efectuar su efecto de atracción
con ciertos compuestos, facilitando la retención de compuestos polares en la
cromatoplaca para que éstos no interfieran en el corrimiento de los apolares.
Las muestras experimentaron corrimientos provocados por la fase móvil, pero este
fenómeno no se presentó de la misma forma en todas, esto se debe a que cada una
presenta una afinidad distinta con respecto con la fase móvil. Cada tinta es un vehículo
de naturaleza líquida que transporta diversos tipos de componentes y aditivos y por tanto,
la afinidad de los mismos por otros compuestos es muy variada. Tras el procedimiento de
corrimiento, se dejó secar la cromatoplaca a 60°C para evaporar el exceso de fase móvil
que pudiese alterar los resultados. Después, con ayuda del lápiz, se marcaron las
medidas correspondientes (indicadas en la Tabla 1), para posteriormente marcar con
Yodo las muestras corridas con el fin de diferenciarlas en la cromatoplaca, dando los
resultados que se mencionarán a partir del siguiente párrafo..
La primera muestra colocada fue el Extracto de Chile, la cual fue colocada en los puntos 1
por capilar y 2 por jeringa Hamilton (ver medidas obtenidas en Tabla 1). El extracto de
chile es obtenido de los frutos del género fruto Capsicum, se componen principalmente de
capsaicina, vitamina A, B, flavonoides, saponinas y ácidos orgánicos. Estos compuestos
comparten la particularidad de poseer estructuras químicas grandes, dándoles a las
mismas una mayor polaridad (en este caso capsaicina es el compuesto con mayor
polaridad de la muestra) y se fijen con mayor intensidad con la cromatoplaca. Al momento
de añadir la fase móvil, éstas experimentan poca afinidad con la misma, provocando un
menor corrimiento sobre la cromatoplaca. A pesar de que fue la muestra con peor
corrimiento, pudo visualizarse que entre la añadida con capilar y con jeringa hubo un
diferencia notable con respecto a su distancia de separación. Esto puede deberse a que
al añadir una cantidad fija de extracto de chile, pudieron arrojarse mayor cantidad de
compuestos con carácter apolar, generando un mejor corrimiento (apróx. 1.7 cm) a
comparación de la muestra homóloga añadida con el capilar (apróx. 0.8 cm) , tal es el
caso de la vitamina A, la cual posee una afinidad por los solventes apolares, siendo en
Corrimiento inicial de
las muestras

este caso el cloroformo de la fase móvil, provocando su corrimiento en la placa
cromatográfica. Cada muestra presentó una mancha, con respecto al punto de origen.
La segunda muestra colocada fue Árbol de Té, la cual fue colocada en los puntos 3 por
capilar y 4 por jeringa Hamilton (ver medidas obtenidas en Tabla 1). La muestra de árbol
de Té es un extracto de las hojas de la especie Melaleuca alternifolia, planta proveniente
de los terrenos húmedos y pantanosos de la costa norte de Nueva Gales del Sur, en
Australia. Su extracto se compone principalmente de un aceite esencial, el cual se
componen principalmente de sesquiterpénicos, tales como; Terpineno-4-ol (29%-45%), γ -
terpina (10–28%), α -terpina (2,7–13%), 1,8-cineol (4,5–16,5%). Los compuestos
sesquitérpenicos (también llamados lactonas sesquiterpénicas) son de polaridad
intermedia, ya que estos compuestos (al igual que otros lípidos) no son solubles en agua,
pero si en compuestos orgánicos. En el caso de la práctica, a comparación de las otras
dos muestras, el extracto experimentó un corrimiento bastante elevado (principalmente en
la muestra agregada con jeringa Hamilton). Esto pudo deberse a que el contenido de este
extracto contenía mayor cantidad de estos compuesto de naturaleza lípidica, que al entrar
en contacto en la fase móvil, ésta rompiera sus fuerzas intermoleculares con respecto a la
fase estacionaria, generando un corrimiento por afinidad con la disolución, logrando
separar todos estos compuestos. Si hablamos acerca de cada punto, podría decirse que
en la muestra agregada con capilar pudo experimentar un corrimiento similar a
comparación de la su homóloga con la jeringa, pero ésta primera experimenta un
corrimiento más lento debido a que posiblemente hay menor cantidad de estos
componentes. Sin embargo, a pesar de que la muestra añadida con la jeringa fue la que
tuvo un mejor corrimiento, la mancha generada a partir de la misma no corrió de manera
lineal sobre la cromatoplaca, esto pudo ocurrir porque los compuestos añadidos
experimentaron solubilidad con respecto a la fase móvil, logrando dispersarse en áreas
fuera de lo correspondido con respecto a este punto, pero a pesar de este fenómeno, no
logró interferir con la separación de otras muestras. La muestra añadida con el capilar
presentó 1 mancha y la muestra por jeringa presentó 3 manchas, con respecto al punto de
origen.
La tercera muestra colocada fue el Extracto de Rosas, la cual fue colocada en los puntos
5 por capilar y 6 y 7 por jeringa Hamilton (ver medidas obtenidas en Tabla 1). Esta
muestra proviene del extracto de pétalos del género Rosa, grupo conocido de arbustos
con aguijones y floridos, representantes principales de la familia de las rosáceas. Al igual
que el árbol de té, los extractos del género anterior mencionado se componen de un
aceite esencial, conformado principalmente por terpenos y derivados de los ácidos
grasos, tales como citronelol, geraniol, alcohol fenetílico, nerol, entre otros más. Estos
compuestos (principalmente alcoholes), presentan una polaridad intermedia, ya que al
entrar en contacto con la fase móvil, presentan un corrimiento bastante variado. En el
caso de las muestras añadidas, presentaron un corrimiento no tan alto, esto puede
deberse a que alguno de los compuestos incluidos, siendo en este caso el alcohol
fenetílico pudieron influir en la afinidad, ya que al ser un compuesto estable en soluciones
básicas (la fase móvil contiene metanol), comparten una polaridad similar, dando como
resultado a un corrimiento lento. Si hablamos de cada punto, podría decirse que las
muestras agregadas con jeringa tuvieron un corrimiento un poco más alto a comparación
del añadido con capilar. Al añadir una cantidad fija de muestra, es más probable que se
alcance a percibir un mejor corrimiento, el caso de esta mención es la muestra añadida

por el docente, esto se debe a que al realizar un manejo adecuado del instrumento, pudo
añadir la cantidad necesaria, logrando asi una aplicación correcta, dando como resultado
un corrimiento con mayor aparición de manchas en la fase móvil. Si mencionamos esta
muestra añadida en particular, fue la que arrojó más manchas, siendo la última con mayor
distancia de corrimiento de esta muestra, esto pudo deberse a que al separarse
compuestos polares con respecto a la fase estacionaria, esta mancha contendría solo
aquellos que tendría afinidad por la fase móvil, facilitando su separación. La muestra
añadida con el capilar y la por la jeringa por los alumnos presentaron 3 manchas cada una
y la muestra añadida por el docente presentó 4 manchas, con respecto al punto de origen.
Al verificar la separación de cada muestra, se realizaron las medidas correspondientes,
con el fin de determinar los parámetros correspondientes de separación. En la siguiente
tabla se mencionan los resultados obtenidos.
Tabla 1: Medidas obtenidas
*: Los números de mancha por muestra están enumerados con base en el orden de
aparición en la placa cromatográfica, de abajo hacia arriba; el numero 1 corresponde a la
primer mancha de la muestra correspondiente, y así sucesivamente en orden ascendente.
Para indicar el punto anterior, en la siguiente imagen se muestra la identificación a partir
del número de carril que se utilizó para cada muestra (estos números corresponden a los
de la primera columna de la tabla anterior).

Imagen de la cromatoplaca después de someterse a los procesos de separación.
3.2.2. Parámetros para determinar la separación cromatográfica
Una vez realizado el proceso de separación y de marcado con Yodo, se dejó secar la
cromatoplaca, para después obtener las medidas mencionadas anteriormente con el fin
de calcular los parámetros que se muestran a continuación.
1) Tiempo de respuesta (Rf)
Una vez obtenida las medidas, podemos encontrar el factor de retención o el tiempo de
respuesta (Rf) el cual se define como “la relación entre la velocidad de desplazamiento
del soluto y la del disolvente medidas ambas por el avance hacia un frente” (Burriel
Martí, Lucena conde, Arribas Jimeno, & Hernández Méndez, 1998)1
. A partir de este
parámetro podemos definir la competencia que se establece entre las muestras que se
separaron y la fase móvil al retenerse a la fase estacionaria. Cabe destacar que tanto la
distancia recorrida del disolvente y de la fase móvil fueron tomados a partir de la línea de
origen. Estos fueron los resultados:
Muestra no.1: Extracto de chile (con
capilar):
Rf = 0.8 cm / 7.0 cm = 0.11
jeringa Hamilton):
Rf = 1.7 cm / 7.1 cm = 0.23
Muestra no.3: Extracto de árbol de té
(con capilar):
Rf = 0.2 cm / 7.1 cm = 0.02
(con jeringa Hamilton):
Rf1 = 0.3 cm / 7.1 cm = 0.04 (Mancha 1)
Rf2 = 0.5 cm / 7.1 cm = 0.07 (Mancha 2)
Rf3 = 4.7 cm / 7.1 cm = 0.66 (Mancha 3)

Muestra no.5: Extracto de rosas (con
capilar):
Rf1 = 0.5 cm / 7.1 cm = 0.07 (Mancha 1)
Rf2 = 0.8 cm / 7.1 cm = 0.11 (Mancha 2)
Rf3 = 1.5 cm / 7.1 cm = 0.21 (Mancha 3)
jeringa Hamilton):
Rf1 = 0.5 cm / 7.1 cm = 0.07 (Mancha 1)
Rf2 = 0.9 cm / 7.1 cm = 0.12 (Mancha 2)
Rf3 = 1.6 cm / 7.1 cm = 0.22 (Mancha 3)
jeringa Hamilton, Dr. Bernardino):
Rf1 = 0.4 cm / 7.1 cm = 0.05 (Mancha 1)
Rf2 = 0.8 cm / 7.1 cm = 0.11 (Mancha 2)
Rf3 = 1.6 cm / 7.1 cm = 0.22 (Mancha 3)
Rf4 = 3.6 cm / 7.1 cm = 0.50 (Mancha 4)
Al calcular estos parámetros, podemos verificar que hay un mejor tiempo de respuesta
entre más alto sea el Rf. En el caso de los compuestos de conformaban el extracto de
árbol de té y extracto de rosas presentaron mayor corrimiento tuvieron, arrojando un Rf
más alto debido naturaleza apolar, permitiendo que reaccionarán de manera inmediata
con el disolvente, logrando así un desplazamiento más rápido de manera ascendente
hacia el frente de la cromatoplaca, indicando que éstos son separados más rápido gracias
a la afinidad que tuvieron con la fase móvil. En el caso de las muestras de extracto de
chile, tuvieron un Rf más bajo, esto se debe a que posee sus componentes baja afinidad
con la fase móvil debido a que los dos son de naturaleza polar y por ende su tiempo de
respuesta es menor, logrando separarse lentamente.
Si vemos la separación en base al instrumento utilizado, podría decirse que la utilización
de jeringa Halmiton favoreció al tiempo de respuesta, debido a que se arrojaron
cantidades controladas de las muestras, aumentando las posibilidades de añadir
compuestos apolares que presenten una mejor afinidad con la fase móvil, promoviendo
una separación más eficiente.
1) Selectividad
La selectividad se define como el grado de preferencia de la fase móvil por un
compuesto con respecto a la distancia de la primera mancha más cercana al origen. En
este caso, la mancha 1 de la muestra 3 (Extracto de árbol de té añadido con capilar), fue
la más cercana al origen, dando una distancia de 0.2 cm. A partir de este dato, podemos
obtener el grado de preferencia de las manchas obtenidas. Estos fueron los resultados:
capilar):
S = 0.2 cm / 0.8 cm = 0.25
jeringa Hamilton):
S = 0.3 cm / 1.7 cm = 0.1176
S1 = 0.2 cm / 0.3 cm = 0.666 (Mancha 1)
S2 = 0.2 cm / 0.5 cm = 0.04 (Mancha 2)
S3 = 0.2 cm / 4.7 cm = 0.0425 (Mancha
3)
capilar):
S1 = 0.2 cm / 0.5 cm = 0.4 (Mancha 1)

S2 = 0.2 cm / 0.8 cm = 0.25 (Mancha 2)
S3 = 0.2 cm / 1.5 cm = 0.133 (Mancha 3)
jeringa Hamilton):
S1 = 0.2 cm / 0.5 cm = 0.4 (Mancha 1)
S2 = 0.2 cm / 0.9 cm = 0.222 (Mancha 2)
S3 = 0.2 cm / 1.6 cm = 0.125 (Mancha 3)
S1 = 0.2 cm / 0.4 cm = 0.5 (Mancha 1)
S2 = 0.2 cm / 0.8 cm = 0.25 (Mancha 2)
S3 = 0.2 cm / 1.6 cm = 0.125 (Mancha 3)
S4 = 0.2 cm / 3.6 cm = 0.055 (Mancha 4)
Las tres muestras de extractos presentan parámetros regulares muy parecidos en cuanto
a la selectividad de la fase móvil, los cuales varían desde 0.04 hasta 0.66. Con esto
podemos demostrar que la separación no presentó anomalías, la fase móvil utilizada
actuó de la manera esperada y que los compuestos presentaron un corrimiento apto a la
polaridad que poseen.
4. Conclusión
En el desarrollo de esta práctica se comprendió que la movilidad de los componentes de
una muestra que se desee separar, siendo que ésta depende de la afinidad que tenga con
la fase móvil y la polaridad que presente, ya que es el factor crucial para que pueda
realizarse una separación cromatográfica apta. A pesar de que es una técnica sencilla de
realizar, existen inconvenientes que alteran los resultados de la misma, por ejemplo, los
factores ambientales (se necesita la cámara cromatográfica aislada para un adecuado
corrimiento) que afectan a la fase móvil, disminuyendo su cantidad al vaporizarse o el
deterioro de la fase estacionaria. Sin embargo, controlando estos factores, esta técnica
puede desarrollarse y arrojar resultados favorables. Como futuros químicos, es importante
conocer y desarrollar los métodos cromatográficos, y en base a las competencias
obtenidas, realizarlos de la manera adecuada para aplicaciones en el área profesional, ya
sea en el sector clínico, industrial o investigación.
5. Cuestionario
1.- ¿En este sistema cuál es la fase móvil y la fase estacionaria? R: La fase móvil en este
sistema está constituida por una mezcla reactivos a diferentes concentraciones
(cloroformo – metanol: 9:1) los cuales actuaran como eluyentes (no polares) y la fase
estacionaria está constituida por la cromatoplaca que contiene silica gel que actuara como
matriz la cual será polar en comparación con la fase móvil.
2.- ¿Se usó soporte? ¿Cuál es la función del soporte? R: Si, se utilizó como soporte del
adsorbente una lámina metálica que estaba constituida por aluminio. La función básica del
soporte es la de “mantener” (sostener, retener) la fase estacionaria. Idealmente debería
ser un material inerte que “mantiene” la fase estacionaria (Silica gel o gel de sílice) sobre
su superficie como una película delgada.

3.- ¿Cuál es la composición química de la fase estacionaria y de la móvil? R: la fase
estacionaria está compuesta por gel de sílice, también conocido como Silica gel, que es
un producto absorbente, catalogado como el de mayor capacidad de absorción de los que
se conocen actualmente.
La silica es una sustancia química de aspecto cristalino, porosa, inerte, no tóxica e
inodora, de fórmula química molecular SiO2 nH2O, insoluble en agua ni en cualquier otro
solvente, químicamente estable, sólo reacciona con el ácido fluorhídrico y el álcali. Cabe
mencionar que esta sustancia está constituida con un 99% de pureza.
La fase móvil está compuesta por una mezcla de cloroformo – metanol a diferentes
concentraciones (9:1). El metanol es el alcohol más sencillo. A temperatura ambiente se
presenta como un líquido ligero (de baja densidad), incoloro, inflamable y tóxico que se
emplea como anticongelante, disolvente y combustible. Su fórmula química es CH3OH.
El cloroformo, triclorometano o tricloruro de metilo, es un compuesto químico de
fórmula química CHCl3.
4.- ¿Todas las manchas corrieron igual? ¿Cuáles son las que mostraron más manchas?
R: No, las muestras que mostraron más manchas fueron las de extracto de árbol de té
colocado con la jeringa Hamilton y la de extracto de rosas colocado tanto con la jeringa
Hamilton como con el capilar en la cromatoplaca.
5.- Calcula el Rf de las manchas de cada muestra:
Rf = Distancia recorrida por el
compuesto / Distancia recorrida por el
disolvente.
capilar):
Rf = 0.8 cm / 7.0 cm = 0.11
jeringa Hamilton):
Rf = 1.7 cm / 7.1 cm = 0.23
(con capilar):
Rf = 0.2 cm / 7.1 cm = 0.02
Rf1 = 0.3 cm / 7.1 cm = 0.04 (Mancha 1)
Rf2 = 0.5 cm / 7.1 cm = 0.07 (Mancha 2)
Rf3 = 4.7 cm / 7.1 cm = 0.66 (Mancha 3)
capilar):
Rf1 = 0.5 cm / 7.1 cm = 0.07 (Mancha 1)
Rf2 = 0.8 cm / 7.1 cm = 0.11 (Mancha 2)
Rf3 = 1.5 cm / 7.1 cm = 0.21 (Mancha 3)
jeringa Hamilton):
Rf1 = 0.5 cm / 7.1 cm = 0.07 (Mancha 1)
Rf2 = 0.9 cm / 7.1 cm = 0.12 (Mancha 2)
Rf3 = 1.6 cm / 7.1 cm = 0.22 (Mancha 3)
Rf1 = 0.4 cm / 7.1 cm = 0.05 (Mancha 1)

Rf2 = 0.8 cm / 7.1 cm = 0.11 (Mancha 2)
Rf3 = 1.6 cm / 7.1 cm = 0.22 (Mancha 3)
Rf4 = 3.6 cm / 7.1 cm = 0.50 (Mancha 4)
6.- Si quedaron manchas “pegadas” ¿Qué podrías hacer para mejorar la
separación cromatográfica? R: Se optaría por mejorar la fase móvil. Al
considerar la polaridad del eluyente como un factor que consigue que los
componentes se muevan más rápido o más lento en una cromatografía, se podría
decir que, para un eluyente con mayor polaridad, este estará más atraído por la
fase estacionaria y los componentes serán más libres para moverse mejor, por lo
que al revelar la placa, los componentes saldrán más alejados en la línea base,
por la misma razón, con un eluyente menos polar, este casi, no interacciona con la
fase estacionaria polar y los compuestos tendrán una mayor interacción con la
fase estacionaria, por lo que su velocidad será más pequeña y al terminar la
cromatografía, se habrán desplazado muy poco a partir de la línea base. Por estos
factores, es recomendable la elección de un buen eluyente para la separación de
los compuestos que se quieren obtener.
7.- Calcula la eficiencia de separación de las muestras que tuvieron dos
manchas o más. ¿Qué podrías hacer para mejorar la eficiencia de la
separación?
Eficiencia = (16) (Distancia de la muestra / Ancho de la mancha / 2)
Muestra No.4: Extracto de árbol de té (con jeringa Hamilton):
Eficiencia 1: (16) (0.3 cm /0.3 cm / 2) (16) (0.3 cm / 0.15 cm) (16) (2) = 32
Eficiencia 1= 32 (Mancha 1)
Eficiencia 2: (16) (0.5 cm /0.3 cm / 2) (16) (0.5 cm / 0.15 cm) (16) (3.33) =
53.28
Eficiencia 2= 53.28 (Mancha 2)
Eficiencia 3: (16) (4.7 cm / 4.7 cm / 2) (16) (4.7 cm / 2.35 cm) (16) (2)= 32
Muestra No.5: Extracto de rosas (con capilar):
Eficiencia 1: (16) (0.5 cm / 0.3 cm / 2) (16) (0.5 cm / 0.15 cm) (16) (3.33) =
53.28
Eficiencia 2: (16) (0.8 cm / 0.4 cm / 2) (16) (0.8 cm / 0.2 cm) (16) (4) = 64

Eficiencia 3: (16) (1.5 cm / 0.2 cm / 2) (16) (1.5 cm / 0.1 cm) (16) (15) =
240
Muestra No.6: Extracto de rosas (con jeringa Hamilton):
53.28
67.5
Muestra No.7: Extracto de rosas (con jeringa Hamilton, Dr. Bernardino):
42.56
Se tendría que mejorar la polaridad de la fase móvil, es decir, poner un eluyente
más hidrófobo o menos polar para que pueda ser eficaz al momento de realizar el
corrimiento de las muestras.

8.- Calcula la resolución de las muestras que tuvieron dos manchas o mas
¿Qué podrías hacer para mejorar la resolución de la separación? R:
Resolución = Distancia de la muestra 2 – Distancia de la muestra 1 /
Promedio de anchos de las manchas
Resolución 1: 0.5 cm – 0.3 cm / 0.3 cm = 0.66
Resolución 1 = 0.66 (Manchas 1 y 2)
Resolución 2: 4.7 cm – 0.5 cm / 0.3 cm = 14
Resolución 2 = 14 (Manchas 2 y 3)
Muestra No. 5: Extracto de rosas (con capilar):
Resolución 1: 0.8 cm – 0.5 cm / 0.3 cm = 1
Resolución 1 = 1 (Manchas 1 y 2)

Se tendría que mejorar la polaridad de la fase móvil para que la resolución pueda
ser buena o aceptable al momento de realizar el corrimiento de las muestras.
9.- Calcula la eficiencia de separación de cada mancha:
Eficiencia = (16) (Distancia de la muestra / Ancho de la mancha / 2)
Muestra No.1: Extracto de chile (con capilar):
Muestra No. 2: Extracto de chile (con jeringa Hamilton):
Eficiencia 1: (16) (1.7 cm /3.1 cm / 2) (16) (1.7 cm / 1.55 cm) (16) (2) =
17.54
Muestra No.3: Extracto de árbol de té (con capilar):
Eficiencia 2: (16) (0.5 cm /0.3 cm / 2) (16) (0.5 cm / 0.15 cm) (16) (3.33) =
53.28
Eficiencia 3: (16) (4.7 cm / 4.7 cm / 2) (16) (4.7 cm / 2.35 cm) (16) (2)= 32
Muestra No.5: Extracto de rosas (con capilar):
53.28

Eficiencia 3: (16) (1.5 cm / 0.2 cm / 2) (16) (1.5 cm / 0.1 cm) (16) (15) =
240
53.28
67.5
42.56
10. ¿Porque crees que no se utilizan los puntos en los extremos?
R: Porque al entrar en contacto el eluyente con la muestra, esta no se alcanzara a
expandir completamente.

11. ¿porque deben ser manejados con guantes?
R: Para evitar que el material adsorbente (por lo general gel de sílice) se
contamine o se manche con la grasa de las manos y esto altere el resultado final.
12. ¿porque esta práctica es imprecisa?
R: Porque este tipo cromatografía se utiliza más de manera cualitativa que
cuantitativa.
13. ¿Cuál es la función del yodo y porque te permite visualizar mejor las
manchas?
R: Generalmente se utiliza como reactivo revelador el yodo, porque forma
complejos coloreados con los componentes orgánicos de la muestra al hacer
contacto (con tonos amarillo-marrón).
14. Menciona otros reveladores que podrían ser usados
R: Otro reactivo revelador bastante utilizado es el ácido sulfúrico, que reacciona
con los componentes orgánicos produciendo manchas negras y la luz U.V
15. Convierte esta práctica en un PNO
Para esta pregunta, el procedimiento solicitado se anexó al final de este reporte
(después de la bibliografía citada).
6. Glosario
 Cromatoplaca.- Se emplea para determinar la existencia y posiblemente
también la concentración de un analito en una muestra.
 Soporte.- El soporte de la TLC son placas de máximo 20 x 20 cm de vidrio,
aluminio o plástico, recubiertas por una cara de una fina capa de material
adsorbente, que tradicionalmente ha sido celulosa, gel de sílice, óxido de
aluminio o poliamida, y que últimamente se ha ampliado la gama de
posibilidades a sílices químicamente modificados.
 Cromatografía en capa fina.- Es una técnica cromatográfica que utiliza
una placa inmersa verticalmente. Esta placa cromatográfica consiste en una
fase estacionaria polar (comúnmente se utiliza sílica gel) adherida a una
superficie sólida. La fase estacionaria es una capa uniforme de un
absorbente mantenido sobre una placa, la cual puede ser de vidrio,
aluminio u otro soporte. Para realizar la CCF, se debe apoyar la placa
cromatográfica sobre algún recipiente o cámara que contenga la fase
líquida de aproximadamente un centímetro (la distancia entre el principio de
la placa y la muestra que se desea analizar). Se utiliza para separar
moléculas relativamente pequeñas. En la biología se utiliza frecuentemente

para separar azúcares simples, lípidos, aminoácidos, nucleótidos,
metabolitos, y ocasionalmente para separar cadenas cortas de polipéptidos
y ácidos nucleicos.
 Silica gel.- El gel de sílice es una forma granular y porosa de dióxido de
silicio hecho a partir de silicato sódico. A pesar de su nombre es un gel
sólido y duro. Su gran porosidad de alrededor de 800 m²/g, le convierte en
un absorbente de agua, por este motivo se utiliza para reducir la humedad
en espacios cerrados; normalmente hasta un 40 %. Es un producto que se
puede regenerar una vez saturado, si se somete a una temperatura de
entre 120-180 °C.
 UV cercano.- Llamada también de cuarzo, se encuentra en la siguiente
longitud de onda 190 – 380 nm. Región en la que el aire y el cuarzo son
transparentes.
 UV lejano.- Llamado también de vacío, se encuentra en una longitud de
onda de 0.6 – 190 nm. Re quiere técnicas especiales, ya que el aire que se
encuentra en el trayecto óptico absorbe intensamente en esta región, no es
útil desde un punto de vista práctico.
 Fluorescencia.- Es un fenómeno por el cual algunas sustancias tienen la
capacidad de absorber luz a una determinada longitud de onda, por lo
general en el rango ultravioleta, y luego emiten luz en una longitud más
larga. Absorben fotones con una determinada energía, y liberan fotones con
menor energía. Este proceso es casi inmediato, la luz es recibida y vuelta a
emitir en millonésimas de segundo, por lo tanto podemos decir que la
fluorescencia dura tanto como el estímulo, ya que cuando éste cesa,
también cesa el fenómeno de fluorescencia.
 Reglas de Woodward para absorbancia UV.- Dienos heteroanulares o
polienos sustituidos el valor básico es de 214 nm, en cuanto a dienos
homoanulares o polienos no sustituidos el valor básico es de 253nm.

Para cetonas α,β-insaturadas
es de 250nm
aproximadamente.
Corrección por disolventes:
H2O -8 nm; Metanol/etanol 0;
éter +7 nm;
hexano/ciclohexano +11 nm

7. Bibliografía
1. Burriel Martí, F., Lucena conde, F., Arribas Jimeno, S., & Hernández Méndez, J.
Química analítica cualitativa. Madrid: Paraninfo.1998.
 Autor anónimo. Cromatografía en capa fina. Textos científicos.com. 17 de enero
de 2007. De: http://www.textoscientificos.com/quimica/cromatografia/capa-fina
 Gennaro, A.R. Remington: Farmacia. 20ª. edición. Volumen 1. México: Editorial
Médica Panamericana. 2003.

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