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pacientes y realizamos
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determinaciones.
Lo que se debería hacerLo que hacemos
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muestras
Muestras de microbiología
Hemocultivos
Urocultivo
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Exudado uretral
Exudado conjuntiva
Muestras de piel y tejidos
blandos
Cribado neonatal
El papel de enfermería en cada
uno de los procesos
FASE PRE-ANALÍTICA
Hoja de solicitud:
• Nombre y apellidos del paciente.
• Número de historia clínica del paciente.
• Código de identificación personal (CIA).
• Fecha de nacimiento del paciente.
• Sexo del paciente.
• Localización del enfermo: cama
hospitalaria, planta, consulta.
• Nombre y apellidos del médico solicitante.
• Número de colegiación del médico
solicitante.
• Servicio peticionario.
• Firma del médico solicitante.
• Fecha y hora de la toma de la muestra.
• Datos clínicos y tratamientos antibióticos
previos.
• Tipo de muestra primaria.
• Análisis solicitados.
Identificación del paciente y de la
muestra:
• Se deberá identificar siempre al paciente,
para lo que se le preguntará su nombre y
verificará que es el mismo consignado en
la petición.
• Si el paciente no estuviera capacitado para
la respuesta se le preguntará al
acompañante.
• En el hospital la identificación se realiza
mediante la comprobación de la pulsera.
• Es imprescindible la correcta identificación
de la muestra, haciendo constar nombre y
apellidos del paciente o el mismo código de
barras que lleve el volante de petición.
FASE ANALÍTICA
NORMAS GENERALES
•La muestra debe ser representativa del proceso y tomada lo más precozmente
posible tras el inicIo de los síntomas o aparición de la lesión.
•Se debe recoger una cantidad suficiente para asegurar un examen adecuado.
•Se evitará contaminar la muestra con la flora normal ya sea del propio paciente o
bien del personal que manipule la muestra. Para ello se realizará en las máximas
condiciones de asepsia posibles (lavado de manos y cambio de guantes entre
pacientes).
•Se tomará la muestra antes de instaurar tratamiento antibiótico. Si esto no es
posible, se obtendrá justo antes de la administración de las dosis del antimicrobiano,
o 48 horas después de la retirada del mismo, indicando en el volante de petición los
antibióticos administrados, tiempo de tratamiento, tiempo transcurrido desde la última
dosis y la recogida de la muestra.
•El transporte debe realizarse lo antes posible. Si se ha de producir un retraso en el
envío, la muestra deberá almacenarse en las condiciones correctas para cada caso.
Recipientes habituales
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¡A jugar!
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MUESTRAS
DE
MICROBIOLOGÍA
Actividad laboratorio
Lunes a viernes:
• 8,00 h a 15,00 h (actividad normal): recepción, estudio
e informe de muestras ordinarias y urgentes.
• 15,00 h a 22,00 h (continuidad asistencial): urgencias,
recepción, estudio e informe de muestras urgentes.
Sábados
• de 8,00 h a 15,00 h: recepción, estudio e informe de
muestras establecidas para esta jornada
complementaria (Hemocultivos, LCR, otras muestras
especiales, etc).
• de 15,00 h a 22,00 h (continuidad asistencial):
urgencias, recepción, estudio e informe de muestras
urgentes.
Festivos:
• 8,00 h a 21,00 h (continuidad asistencial): urgencias,
recepción, estudio e informe de muestras urgentes.
Además de 22,00 a 8,00 existen guardias localizadas
para serologías de donantes de órganos.
Hemocultivos
Recipiente:
• Frascos de hemocultivos:
aerobio y anaerobio.
• Niños: frasco pediátrico.
• Sospecha de
micobacterias: frasco
específico cultivo
micobacterias.
Momento de obtención de la muestra:
• Antes de la administración de antibióticos.
• Inmediatamente después del comienzo de la fiebre y/u otros signos de
sepsis.
• Se considera una extracción para hemocultivo o hemocultivo a la
sangre extraída de una única venopunción,
• independientemente de los frascos en los que sea inoculada,
habitualmente dos (aerobio y anaerobio).
• Se recomienda realizar siempre al menos dos hemocultivos de dos
lugares de venopunción diferentes, simultáneamente o en un periodo
corto de tiempo (<1 hora). Para endocarditis y fiebre de origen
desconocido se tomarán tres hemocultivos de lugares de venopunción
diferentes.
Obtención de la muestra:
• La correcta desinfección de la piel es fundamental para evitar la contaminación de la muestra, gastos innecesarios y
sobre todo diagnósticos erróneos.
• Lavado de manos con jabón antiséptico.
• Quitar la tapa plástica del tapón. Desinfectar la superficie con alcohol al 70%. No usar povidona yodada.
• Utilizar guantes de un solo uso mientras se selecciona la vena del paciente y seguir utilizándolos hasta el final del
procedimiento.
• Desinfectarlazona: Limpiar enérgicamente con alcohol etílico o isopropílico al 70%, desde el punto de punción hacia
afuera y dejar secar.Desinfectar la zona con gluconato de clorhexidina alcohólica al 2%(también es válida al 0.5%) y
dejar secar 30 segundos. No usar en niños menores de dos meses (alternativa alcohol etílico 70%).
• Realizar la extracción: se recomienda realizar siempre dos hemocultivos de dos lugares de venopunción diferentes.
• Inocular los siguientes volúmenes: 8 a 10 mL en cada frasco para adultos, 1 a 3 mL para los hemocultivos
pediátricos (color rosa)
• Orden de inoculación de los frascos: Con sistema vacutainer, comenzar por el vial aerobio (azul). Si se utiliza jeringa
de 20 mL, comenzar por el vial anaerobio (amarillo metálico), evitando la entrada de aire.
• Una vez inoculados, invertir suavemente los viales varias veces, para evitar la coagulación de la sangre y
favorecer la mezcla con el medio de cultivo.
• Deben enviarse al laboratorio lo más rápidamente posible (no usar el tubo neumático por riesgo de rotura de los
frascos). Cuando esto no sea posible, mantener a temperatura ambiente hasta su envío. Nunca refrigerar ni congelar.
Urocultivo
En paciente portador de sonda vesical permanente
Técnica:
• Pinzar la sonda por la parte inferior para que
esta se llene de orina.
• Desinfectar la parte media de la sonda con
alcohol de 70.
• Pinchar la zona desinfectada con jeringa y
aguja estéril y tomar la muestra orina.
• Verter la orina en un frasco estéril de cierre de
rosca.
• Indicar en el volante que es orina de sonda
permanente.
• No recoger orina de la bolsa de drenaje. No
enviar puntas de sonda vesical (no válidas
para cultivo), los resultados obtenidos no
reflejan infección urinaria.
Conservación y transporte
• La orina es un medio de cultivo excelente, las muestras
deben ser enviadas lo más rápidamente al laboratorio y si
no es posible conservar en refrigeración (hasta un
máximo de 24 horas).
• Las muestras recogidas en tubo con conservante se
pueden mantener a temperatura ambiente de 24 a 48
horas.
Observaciones
• Indicar en el volante si el enfermo está sometido a diuresis forzada, está
tomando antibióticos o los ha tomado.
• No emplear tubos con conservante para la investigación de micobacterias,
virus, hongos, detección de antígenos o detección de parásitos.
• Para la investigación de Chlamydia en orina (hombres) se recogerá la primera
parte de la orina, detallando la determinación solicitada en la petición.
Exudado vaginal
Recipiente
• Torunda estándar con medio de transporte.
Obtención de la muestra
• No deben utilizarse en los días previos a la recogida de la muestra
soluciones antisépticas, óvulos ni pomadas, o tener la menstruación.
• No debe mantener relaciones sexuales 48 horas antes de la toma de
muestra.
• Recoger la muestra, bajo visión directa, con una torunda, de la zona con mayor
exudado o, en su defecto, del fondo del saco vaginal posterior.
• Introducir la torunda en el medio de transporte.
Conservación y transporte
• Enviar lo más rápidamente posible a Microbiología. Si se demora el transporte
conservar a temperatura ambiente (nunca en refrigeración) hasta un máximo de
24 horas.
Exudado uretral masculino
Recipiente
• Cultivo bacteriano:
• Torunda estándar con medio de transporte.
• Torunda uretral con medio de transporte. ESTA
TORUNDA ES VALIDA PARA DETECCIÓN
MOLECULAR DE CHLAMYDIA.
• Cultivo de virus: torunda con medio de transporte de
virus.
Obtención de la muestra
• Cuando exista exudado externo puede recogerse con
torunda estándar. El exudado puede estimularse
exprimiendo la uretra.
• Además se introducirá una torunda fina (torunda uretral)
suavemente con un movimiento de rotación hasta
penetrar unos 2-4 cm dentro de la uretra.
• Introducir la torunda en el medio de transporte.
Conservación y transporte: Enviar lo más rápidamente posible a
Microbiología. Si se demora el transporte, seguir las siguientes
recomendaciones:
• Torunda estándar con medio de transporte: conservar a temperatura
ambiente. No se garantiza la viabilidad de Neisseria gonorrhoeae
transcurridas 24 horas.
• Torunda con medio de transporte de virus: conservar en refrigeración
Observaciones
• La muestra ha de recogerse preferentemente antes de la primera
micción de la mañana, si no es posible, se deberá esperar al menos dos
horas tras la última micción para recogerla.
• Para investigación de Chlamydia trachomatis también es una buena
muestra la orina uretral (primer chorro de orina).
Exudado conjuntiva
Obtención de la muestra
• Humedecer la torunda con suero fisiológico y
frotar con ella la conjuntiva tarsal inferior,
desde el ángulo lateral al interno.
• Se debe utilizar una torunda para cada ojo,
marcando derecho o izquierdo en el envase.
Introducir cada torunda en el tubo con medio
de transporte.
• En caso de obstrucción del canal lacrimal,
presionar sobre éste y recoger el exudado.
• Si se sospecha infección por virus o
Chlamydia hay que tomar una torunda
adicional y colocar la muestra en el medio
de transporte de virus.
• Durante la toma de la muestra ha de evitarse
el contacto con el borde del párpado para no
arrastrar microbiota colonizante.
Conservación y transporte
• Enviar lo más rápidamente posible a Microbiología
.Las torundas con medio de transporte pueden
conservarse a temperatura ambiente (para cultivo
aerobios y/o anaerobios) y en refrigeración de 2 a
8 Cº (para investigación de virus y/o Chlamydia)
un máximo de 24 horas.
Muestras piel y tejidos blandos
Recipiente
• Torunda estándar con medio
de transporte.
• Frasco estéril cierre hermético
(para muestras recogidas por
aspiración)
Obtención de la muestra
tras la limpieza y
desinfección
Heridas abiertas
• Se recomienda eliminar el material necrótico y los tejidos
desvitalizados y lavar a chorro con suero salino estéril.
• Con una torunda muestrear un área de aproximadamente 1 cm2
del tejido celular subcutáneo de los bordes de la herida o de la
base de la lesión.
• No frotar con fuerza para evitar el sangrado. En el caso de heridas
muy secas, impregnar la torunda con suero salino estéril antes de
realizar la toma.
• Si existe pus, recoger con jeringa y aguja, aspirando
preferiblemente de zonas profundas. Transferir al tubo estéril de
cierre de rosca o dejar en jeringa si el volumen es escaso.
Úlceras (Por presión, vasculares)
• Preferiblemente obtener la muestra por punción con
aguja y jeringa. Las muestras tomadas superficialmente
con torunda reflejan flora colonizante.
• Si la toma se realiza con torunda, se requiere limpieza de
la úlcera con solución salina o agua estéril y
desbridamiento previo a la toma de muestra, que se
hará en la zona profunda de la úlcera.
CRIBADO
NEONATAL
• Obtención de una muestra de sangre capilar por punción del talón de todos los
recién nacidos y que depositada sobre un papel absorbente, se utiliza para la
detección de forma precoz, de trastornos que ponen en peligro la salud, condiciones
de vida e incluso pueden llegar a producir la muerte.
• Incluyen patologías de origen endocrino-metabólico congénito. El tratamiento
precoz puede reducir significativamente la mortalidad y la morbilidad.
• Los PCN están reconocidos en el Sistema Sanitario como una actividad
encaminada a mejorar la salud de la población, dirigida a promover, mantener y
proteger la salud de la población, y prevenir enfermedades, lesiones e
incapacidades.
• Para obtener la muestra se recomienda no separar al niño de la madre. Se
debe informar a los padres del procedimiento que se va a realizar. Se
aplicaran medidas de analgesia no farmacológica.
• Se realizará la toma de muestra de sangre capilar, por incisión (o punción con
lanceta si no se cuenta con dispositivo de incisión) en el talón y se recogerá sobre
el papel absorbente que contiene la tarjeta de toma de muestra.
• Las zonas seguras para realizar la
incisión (o punción con lanceta)
se encuentran en las áreas
laterales de la superficie plantar y
serán identificadas por dos líneas,
como se muestra en la imagen. Una
línea que va desde el punto medio
entre el 4 y 5 dedo paralelamente al
contorno del pie, y otra trazada
desde el punto medio del primer
dedo paralela a la cara interna del
pie (esquema de Blumenfeld).
• Se realizará la incisión (o punción)
en la parte externa de esas líneas
marcadas sobre el talón, evitando
así la zona central de la planta del
pie por el riesgo de lesiones
tendinosas o nerviosa que ello
conlleva la zona posterior del talón
(osteomielitis del calcáneo).
1. Lavarse las manos y usar guantes.
2. Asegurar que la identidad del RN coincide con los datos recogidos en el formulario y
que éstos estén completos, y sean precisos y coherentes
3. Calentar el talón no es efectivo para aumentar el flujo sanguíneo ni para disminuir el
dolor, basta con dar un masaje suave al talón.
4. No se debe utilizar cremas anestésicas ni vaselina pues puede interferir en el
resultado de la prueba.
5. Posicionar la pierna del recién nacido a un nivel inferior al del corazón para
aumentar la presión venosa.
6. Desinfectar el talón.
• Utilizar clorhexidina acuosa al 2% impregnada en gasa dejando secar la zona.
• No utilizar antisépticos yodados, ni alcohol 70º porque son perjudiciales para el
neonato y además alteran el resultado de la prueba.
8. Después de realizar la incisión en el talón, presionar de forma suave e intermitente con el
pulgar sobre la zona del talón, para favorecer la formación de una primera gota de sangre. El
exceso de “ordeño” del sitio de punción puede causar hemólisis de la muestra o dar como
resultado una mezcla de los fluidos del tejido con la sangre y puede alterar el resultado de
la prueba. La aplicación de presión de forma intermitente desde la parte superior de la pierna
hasta el talón no se considera el ordeño.
9. La primera gota de sangre obtenida tras la incisión (o punción con lanceta) se desechará
para eliminar el riesgo de dilución de la gota de sangre por los fluidos tisulares y restos del
desinfectante, y facilitaremos la formación de una nueva gota grande de sangre.
10. Aproximar el papel absorbente a la gota de sangre y, en un solo paso, permitir que la sangre
sea absorbida por el papel llenando completamente los círculos impresos en el papel de filtro.
11.La sangre sólo se debe aplicar a un lado del segmento de papel absorbente del dispositivo de
recogida de muestras (es decir, no girar el dispositivo de lado a lado durante la recopilación de la
misma).
7. Proceder a la extracción de sangre preferiblemente con el
dispositivo de incisión, (y si no está disponible con una lanceta),
pues limitan la profundidad a 2 mm máximo, producen menos dolor
y más flujo de sangrado. No se deberán usar otro tipo de
dispositivos para realizar la extracción de sangre, como hojas de
bisturí, agujas, etc., por la seguridad del recién nacido y el
personal sanitario
• 12.Intentar absorber la sangre desde el centro del círculo.
• 13. No presionar ni tocar el papel absorbente contra el sitio de punción en el talón.
• 14. No utilizar para la recogida y traspaso de la sangre, el dispositivo capilar,
porque suelen estar impregnados con anticoagulante. Si no tienen anticoagulante,
se pueden formar coágulos que alterarían los resultados y normalmente se toca el papel
absorbente con la punta del capilar para depositar la gota, produciendo rascado del
papel y alteración de los resultados.
• 15. Cada vez que se impregne un círculo, se debe mirar ambas caras de la tarjeta
para asegurarse que la sangre empapó bien el papel y traspasó al otro lado.
• 16. Si no fuera así, (no ha quedado totalmente impregnado el círculo), se seguirá la
recogida de sangre en el siguiente disco. Nunca rellenar sobre el mismo círculo. porque
produciría estratificación de la muestra.
• 17. Finalizada la recogida de la muestra, elevar el pie por encima del cuerpo del recién
nacido y presionamos levemente con una gasa estéril sobre la zona de incisión hasta
que el sangrado ceda.
18. Tener especial precaución en no contaminar la tarjeta (restos de agua,
fórmulas, medicación soluciones antisépticas o polvo de guantes......) antes o
después de su uso. En caso de contaminación descartar la tarjeta.
• Durante el secado de la tarjeta, evitar tocar las manchas de sangre,
permitiendo que la muestra se seque en una superficie horizontal, al menos
tres horas a temperatura ambiente (18 - 25Cº).
• No aplicar fuente de calor directa.
• No apilar las tarjetas durante el proceso de secado.
• No guardar las tarjetas en plásticos pues favorecería el acúmulo de humedad.
• Una vez secas, las tarjetas podrán guardarse en nevera, colocándolo en una
zona donde no haya humedad, evitando puertas, paredes y cajones, hasta
proceder al envío al laboratorio, según normas de cada centro, para ser
dirigidas al Laboratorio Cribado Neonatal.
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  • 4. Lo que se debería hacerLo que hacemos
  • 5. • Fases toma de muestras Muestras de microbiología Hemocultivos Urocultivo Exudado vaginal Exudado uretral Exudado conjuntiva Muestras de piel y tejidos blandos Cribado neonatal
  • 6. El papel de enfermería en cada uno de los procesos FASE PRE-ANALÍTICA Hoja de solicitud: • Nombre y apellidos del paciente. • Número de historia clínica del paciente. • Código de identificación personal (CIA). • Fecha de nacimiento del paciente. • Sexo del paciente. • Localización del enfermo: cama hospitalaria, planta, consulta. • Nombre y apellidos del médico solicitante. • Número de colegiación del médico solicitante. • Servicio peticionario. • Firma del médico solicitante. • Fecha y hora de la toma de la muestra. • Datos clínicos y tratamientos antibióticos previos. • Tipo de muestra primaria. • Análisis solicitados. Identificación del paciente y de la muestra: • Se deberá identificar siempre al paciente, para lo que se le preguntará su nombre y verificará que es el mismo consignado en la petición. • Si el paciente no estuviera capacitado para la respuesta se le preguntará al acompañante. • En el hospital la identificación se realiza mediante la comprobación de la pulsera. • Es imprescindible la correcta identificación de la muestra, haciendo constar nombre y apellidos del paciente o el mismo código de barras que lleve el volante de petición.
  • 7. FASE ANALÍTICA NORMAS GENERALES •La muestra debe ser representativa del proceso y tomada lo más precozmente posible tras el inicIo de los síntomas o aparición de la lesión. •Se debe recoger una cantidad suficiente para asegurar un examen adecuado. •Se evitará contaminar la muestra con la flora normal ya sea del propio paciente o bien del personal que manipule la muestra. Para ello se realizará en las máximas condiciones de asepsia posibles (lavado de manos y cambio de guantes entre pacientes). •Se tomará la muestra antes de instaurar tratamiento antibiótico. Si esto no es posible, se obtendrá justo antes de la administración de las dosis del antimicrobiano, o 48 horas después de la retirada del mismo, indicando en el volante de petición los antibióticos administrados, tiempo de tratamiento, tiempo transcurrido desde la última dosis y la recogida de la muestra. •El transporte debe realizarse lo antes posible. Si se ha de producir un retraso en el envío, la muestra deberá almacenarse en las condiciones correctas para cada caso.
  • 12. Actividad laboratorio Lunes a viernes: • 8,00 h a 15,00 h (actividad normal): recepción, estudio e informe de muestras ordinarias y urgentes. • 15,00 h a 22,00 h (continuidad asistencial): urgencias, recepción, estudio e informe de muestras urgentes. Sábados • de 8,00 h a 15,00 h: recepción, estudio e informe de muestras establecidas para esta jornada complementaria (Hemocultivos, LCR, otras muestras especiales, etc). • de 15,00 h a 22,00 h (continuidad asistencial): urgencias, recepción, estudio e informe de muestras urgentes. Festivos: • 8,00 h a 21,00 h (continuidad asistencial): urgencias, recepción, estudio e informe de muestras urgentes. Además de 22,00 a 8,00 existen guardias localizadas para serologías de donantes de órganos.
  • 13. Hemocultivos Recipiente: • Frascos de hemocultivos: aerobio y anaerobio. • Niños: frasco pediátrico. • Sospecha de micobacterias: frasco específico cultivo micobacterias.
  • 14. Momento de obtención de la muestra: • Antes de la administración de antibióticos. • Inmediatamente después del comienzo de la fiebre y/u otros signos de sepsis. • Se considera una extracción para hemocultivo o hemocultivo a la sangre extraída de una única venopunción, • independientemente de los frascos en los que sea inoculada, habitualmente dos (aerobio y anaerobio). • Se recomienda realizar siempre al menos dos hemocultivos de dos lugares de venopunción diferentes, simultáneamente o en un periodo corto de tiempo (<1 hora). Para endocarditis y fiebre de origen desconocido se tomarán tres hemocultivos de lugares de venopunción diferentes.
  • 15. Obtención de la muestra: • La correcta desinfección de la piel es fundamental para evitar la contaminación de la muestra, gastos innecesarios y sobre todo diagnósticos erróneos. • Lavado de manos con jabón antiséptico. • Quitar la tapa plástica del tapón. Desinfectar la superficie con alcohol al 70%. No usar povidona yodada. • Utilizar guantes de un solo uso mientras se selecciona la vena del paciente y seguir utilizándolos hasta el final del procedimiento. • Desinfectarlazona: Limpiar enérgicamente con alcohol etílico o isopropílico al 70%, desde el punto de punción hacia afuera y dejar secar.Desinfectar la zona con gluconato de clorhexidina alcohólica al 2%(también es válida al 0.5%) y dejar secar 30 segundos. No usar en niños menores de dos meses (alternativa alcohol etílico 70%). • Realizar la extracción: se recomienda realizar siempre dos hemocultivos de dos lugares de venopunción diferentes. • Inocular los siguientes volúmenes: 8 a 10 mL en cada frasco para adultos, 1 a 3 mL para los hemocultivos pediátricos (color rosa) • Orden de inoculación de los frascos: Con sistema vacutainer, comenzar por el vial aerobio (azul). Si se utiliza jeringa de 20 mL, comenzar por el vial anaerobio (amarillo metálico), evitando la entrada de aire. • Una vez inoculados, invertir suavemente los viales varias veces, para evitar la coagulación de la sangre y favorecer la mezcla con el medio de cultivo. • Deben enviarse al laboratorio lo más rápidamente posible (no usar el tubo neumático por riesgo de rotura de los frascos). Cuando esto no sea posible, mantener a temperatura ambiente hasta su envío. Nunca refrigerar ni congelar.
  • 16. Urocultivo En paciente portador de sonda vesical permanente Técnica: • Pinzar la sonda por la parte inferior para que esta se llene de orina. • Desinfectar la parte media de la sonda con alcohol de 70. • Pinchar la zona desinfectada con jeringa y aguja estéril y tomar la muestra orina. • Verter la orina en un frasco estéril de cierre de rosca. • Indicar en el volante que es orina de sonda permanente. • No recoger orina de la bolsa de drenaje. No enviar puntas de sonda vesical (no válidas para cultivo), los resultados obtenidos no reflejan infección urinaria.
  • 17. Conservación y transporte • La orina es un medio de cultivo excelente, las muestras deben ser enviadas lo más rápidamente al laboratorio y si no es posible conservar en refrigeración (hasta un máximo de 24 horas). • Las muestras recogidas en tubo con conservante se pueden mantener a temperatura ambiente de 24 a 48 horas. Observaciones • Indicar en el volante si el enfermo está sometido a diuresis forzada, está tomando antibióticos o los ha tomado. • No emplear tubos con conservante para la investigación de micobacterias, virus, hongos, detección de antígenos o detección de parásitos. • Para la investigación de Chlamydia en orina (hombres) se recogerá la primera parte de la orina, detallando la determinación solicitada en la petición.
  • 18. Exudado vaginal Recipiente • Torunda estándar con medio de transporte. Obtención de la muestra • No deben utilizarse en los días previos a la recogida de la muestra soluciones antisépticas, óvulos ni pomadas, o tener la menstruación. • No debe mantener relaciones sexuales 48 horas antes de la toma de muestra. • Recoger la muestra, bajo visión directa, con una torunda, de la zona con mayor exudado o, en su defecto, del fondo del saco vaginal posterior. • Introducir la torunda en el medio de transporte. Conservación y transporte • Enviar lo más rápidamente posible a Microbiología. Si se demora el transporte conservar a temperatura ambiente (nunca en refrigeración) hasta un máximo de 24 horas.
  • 19. Exudado uretral masculino Recipiente • Cultivo bacteriano: • Torunda estándar con medio de transporte. • Torunda uretral con medio de transporte. ESTA TORUNDA ES VALIDA PARA DETECCIÓN MOLECULAR DE CHLAMYDIA. • Cultivo de virus: torunda con medio de transporte de virus. Obtención de la muestra • Cuando exista exudado externo puede recogerse con torunda estándar. El exudado puede estimularse exprimiendo la uretra. • Además se introducirá una torunda fina (torunda uretral) suavemente con un movimiento de rotación hasta penetrar unos 2-4 cm dentro de la uretra. • Introducir la torunda en el medio de transporte.
  • 20. Conservación y transporte: Enviar lo más rápidamente posible a Microbiología. Si se demora el transporte, seguir las siguientes recomendaciones: • Torunda estándar con medio de transporte: conservar a temperatura ambiente. No se garantiza la viabilidad de Neisseria gonorrhoeae transcurridas 24 horas. • Torunda con medio de transporte de virus: conservar en refrigeración Observaciones • La muestra ha de recogerse preferentemente antes de la primera micción de la mañana, si no es posible, se deberá esperar al menos dos horas tras la última micción para recogerla. • Para investigación de Chlamydia trachomatis también es una buena muestra la orina uretral (primer chorro de orina).
  • 21. Exudado conjuntiva Obtención de la muestra • Humedecer la torunda con suero fisiológico y frotar con ella la conjuntiva tarsal inferior, desde el ángulo lateral al interno. • Se debe utilizar una torunda para cada ojo, marcando derecho o izquierdo en el envase. Introducir cada torunda en el tubo con medio de transporte. • En caso de obstrucción del canal lacrimal, presionar sobre éste y recoger el exudado. • Si se sospecha infección por virus o Chlamydia hay que tomar una torunda adicional y colocar la muestra en el medio de transporte de virus. • Durante la toma de la muestra ha de evitarse el contacto con el borde del párpado para no arrastrar microbiota colonizante. Conservación y transporte • Enviar lo más rápidamente posible a Microbiología .Las torundas con medio de transporte pueden conservarse a temperatura ambiente (para cultivo aerobios y/o anaerobios) y en refrigeración de 2 a 8 Cº (para investigación de virus y/o Chlamydia) un máximo de 24 horas.
  • 22. Muestras piel y tejidos blandos Recipiente • Torunda estándar con medio de transporte. • Frasco estéril cierre hermético (para muestras recogidas por aspiración) Obtención de la muestra tras la limpieza y desinfección
  • 23. Heridas abiertas • Se recomienda eliminar el material necrótico y los tejidos desvitalizados y lavar a chorro con suero salino estéril. • Con una torunda muestrear un área de aproximadamente 1 cm2 del tejido celular subcutáneo de los bordes de la herida o de la base de la lesión. • No frotar con fuerza para evitar el sangrado. En el caso de heridas muy secas, impregnar la torunda con suero salino estéril antes de realizar la toma. • Si existe pus, recoger con jeringa y aguja, aspirando preferiblemente de zonas profundas. Transferir al tubo estéril de cierre de rosca o dejar en jeringa si el volumen es escaso.
  • 24. Úlceras (Por presión, vasculares) • Preferiblemente obtener la muestra por punción con aguja y jeringa. Las muestras tomadas superficialmente con torunda reflejan flora colonizante. • Si la toma se realiza con torunda, se requiere limpieza de la úlcera con solución salina o agua estéril y desbridamiento previo a la toma de muestra, que se hará en la zona profunda de la úlcera.
  • 26. • Obtención de una muestra de sangre capilar por punción del talón de todos los recién nacidos y que depositada sobre un papel absorbente, se utiliza para la detección de forma precoz, de trastornos que ponen en peligro la salud, condiciones de vida e incluso pueden llegar a producir la muerte. • Incluyen patologías de origen endocrino-metabólico congénito. El tratamiento precoz puede reducir significativamente la mortalidad y la morbilidad. • Los PCN están reconocidos en el Sistema Sanitario como una actividad encaminada a mejorar la salud de la población, dirigida a promover, mantener y proteger la salud de la población, y prevenir enfermedades, lesiones e incapacidades. • Para obtener la muestra se recomienda no separar al niño de la madre. Se debe informar a los padres del procedimiento que se va a realizar. Se aplicaran medidas de analgesia no farmacológica. • Se realizará la toma de muestra de sangre capilar, por incisión (o punción con lanceta si no se cuenta con dispositivo de incisión) en el talón y se recogerá sobre el papel absorbente que contiene la tarjeta de toma de muestra.
  • 27. • Las zonas seguras para realizar la incisión (o punción con lanceta) se encuentran en las áreas laterales de la superficie plantar y serán identificadas por dos líneas, como se muestra en la imagen. Una línea que va desde el punto medio entre el 4 y 5 dedo paralelamente al contorno del pie, y otra trazada desde el punto medio del primer dedo paralela a la cara interna del pie (esquema de Blumenfeld). • Se realizará la incisión (o punción) en la parte externa de esas líneas marcadas sobre el talón, evitando así la zona central de la planta del pie por el riesgo de lesiones tendinosas o nerviosa que ello conlleva la zona posterior del talón (osteomielitis del calcáneo).
  • 28. 1. Lavarse las manos y usar guantes. 2. Asegurar que la identidad del RN coincide con los datos recogidos en el formulario y que éstos estén completos, y sean precisos y coherentes 3. Calentar el talón no es efectivo para aumentar el flujo sanguíneo ni para disminuir el dolor, basta con dar un masaje suave al talón. 4. No se debe utilizar cremas anestésicas ni vaselina pues puede interferir en el resultado de la prueba. 5. Posicionar la pierna del recién nacido a un nivel inferior al del corazón para aumentar la presión venosa. 6. Desinfectar el talón. • Utilizar clorhexidina acuosa al 2% impregnada en gasa dejando secar la zona. • No utilizar antisépticos yodados, ni alcohol 70º porque son perjudiciales para el neonato y además alteran el resultado de la prueba.
  • 29. 8. Después de realizar la incisión en el talón, presionar de forma suave e intermitente con el pulgar sobre la zona del talón, para favorecer la formación de una primera gota de sangre. El exceso de “ordeño” del sitio de punción puede causar hemólisis de la muestra o dar como resultado una mezcla de los fluidos del tejido con la sangre y puede alterar el resultado de la prueba. La aplicación de presión de forma intermitente desde la parte superior de la pierna hasta el talón no se considera el ordeño. 9. La primera gota de sangre obtenida tras la incisión (o punción con lanceta) se desechará para eliminar el riesgo de dilución de la gota de sangre por los fluidos tisulares y restos del desinfectante, y facilitaremos la formación de una nueva gota grande de sangre. 10. Aproximar el papel absorbente a la gota de sangre y, en un solo paso, permitir que la sangre sea absorbida por el papel llenando completamente los círculos impresos en el papel de filtro. 11.La sangre sólo se debe aplicar a un lado del segmento de papel absorbente del dispositivo de recogida de muestras (es decir, no girar el dispositivo de lado a lado durante la recopilación de la misma). 7. Proceder a la extracción de sangre preferiblemente con el dispositivo de incisión, (y si no está disponible con una lanceta), pues limitan la profundidad a 2 mm máximo, producen menos dolor y más flujo de sangrado. No se deberán usar otro tipo de dispositivos para realizar la extracción de sangre, como hojas de bisturí, agujas, etc., por la seguridad del recién nacido y el personal sanitario
  • 30. • 12.Intentar absorber la sangre desde el centro del círculo. • 13. No presionar ni tocar el papel absorbente contra el sitio de punción en el talón. • 14. No utilizar para la recogida y traspaso de la sangre, el dispositivo capilar, porque suelen estar impregnados con anticoagulante. Si no tienen anticoagulante, se pueden formar coágulos que alterarían los resultados y normalmente se toca el papel absorbente con la punta del capilar para depositar la gota, produciendo rascado del papel y alteración de los resultados. • 15. Cada vez que se impregne un círculo, se debe mirar ambas caras de la tarjeta para asegurarse que la sangre empapó bien el papel y traspasó al otro lado. • 16. Si no fuera así, (no ha quedado totalmente impregnado el círculo), se seguirá la recogida de sangre en el siguiente disco. Nunca rellenar sobre el mismo círculo. porque produciría estratificación de la muestra. • 17. Finalizada la recogida de la muestra, elevar el pie por encima del cuerpo del recién nacido y presionamos levemente con una gasa estéril sobre la zona de incisión hasta que el sangrado ceda.
  • 31. 18. Tener especial precaución en no contaminar la tarjeta (restos de agua, fórmulas, medicación soluciones antisépticas o polvo de guantes......) antes o después de su uso. En caso de contaminación descartar la tarjeta. • Durante el secado de la tarjeta, evitar tocar las manchas de sangre, permitiendo que la muestra se seque en una superficie horizontal, al menos tres horas a temperatura ambiente (18 - 25Cº). • No aplicar fuente de calor directa. • No apilar las tarjetas durante el proceso de secado. • No guardar las tarjetas en plásticos pues favorecería el acúmulo de humedad. • Una vez secas, las tarjetas podrán guardarse en nevera, colocándolo en una zona donde no haya humedad, evitando puertas, paredes y cajones, hasta proceder al envío al laboratorio, según normas de cada centro, para ser dirigidas al Laboratorio Cribado Neonatal.