Manual.
- 1. MINISTERIO DE SALUD DECIMA REGION DE LOS LAGOS SERVICIO DE SALUD VALDIVIA HOSPITAL BASE VALDIVIA LABORATORIO CENTRAL MANUAL TOMA DE MUESTRAS LABORATORIO CENTRAL AÑO 2004 INDICE
- 2. Página 1.-Normas para el transporte y manipulación de sangre y fluídos corporales .. ………… 3 Precauciones universales con sangre y fluídos corporales ……………………………….. 4 2.-Normas de manipulación y transporte de muestras Sangre, Orina, Deposiciones Otros fluídos biológicos……………………………………………………………………… 5 Normas de manejo de muestras en pacientes de alto riesgo ……………………………... 6 3.-Toma muestras Química Clínica Bioquímica Sanguinea Datos generales I. Para las siguientes determinaciones: Uremia, Creatinemia, fosfemia, albúminas, colesterol total, etc. ………………… 7 II. Clearence Creatinina …………………………………………………………………… 7 III. Gases en Sangre ………………………………………………………………………… 8 IV. Lactato y Amonio ………………………………………………………………………. 8 V. Otras determinaciones en Orina ………………………………………………………. 8 4.- Toma de muestras Hematología I. Sistema al vacio VENOJECT II. Si no fuera posible tomar con sistema VENOJECT y solo en casos especiales … 9 5.- Normas toma de muestra Bacteriología Consideraciones generales …………………………………………………………. 10 -Líquido cefalorraquideo …………………………………………………………… 11 -Líquido de cavidades serosas ……………………………………………………… 11 -Líquido pleural …………………………………………………………………….. 12 Muestras del tracto respiratorio superior -Secreción faríngea …………………………………………………………………. 12 -Secreción nasal …………………………………………………………………….. 13 Muestras oculares ………………………………………………………………………. 13 Secreción ótica …………………………………………………………………………... 14 Muestra de senos paranasales …………………………………………………………. 14 Muestra del tracto respiratorio inferior ………………………………………………. 15 Cultivo cuantitativo de aspirado endotraqueal ……………………………………….. 16 Infección de piel y tejido subcutáneo -Heridas y úlceras ………………………………………………………………….. 17 -Abcesos Cerrados …………………………………………………………………. 18 -Celulitis o flegmones sin perdida de continuidad de la piel ……………………. 18 Diagnóstico de los procesos supurados en Traumatología …………………………. . 19 Diagnóstico de la artroplastía infectada de cadera …………………………………... 19 Artritis séptica Osteomielitis aguda …………………………………………………………………….. 20 Cultivo cuantitativo en quemados ……………………………………………………. 20 Tracto genital femenino ………………………………………………………………. 22 Tracto genital masculino ……………………………………………………………… 22 Coprocultivo …………………………………………………………………………… 23 Leucocitos Fecales – Rotavirus ………………………………………………………. 23 Reacción aglutinación ………………………………………………………………… 23 Norma de indicación y toma de muestra para hemocultivos ……………………… 24 2
- 3. Indicación clínica de hemocultivo …………………………………………………… 25 Sistema automatizado de Hemocultivos Bactec 9050 ……………………………… 27 Diagnóstico de infección relacionada con el catéter venoso central ………………. 28 -Método no conservador ………………………………………………………….. 29 -Método conservador ……………………………………………………………... 30 6.- Toma muestras Citoquímicos -Líquido amniótico, L.C.R., Ascistico, Pleural, Articular, Peritoneal -Químicos en deposiciones, Carotenos ..…………………………………………. 32 -Líquido seminal …………………………………………………………………… 33 7.- Toma de muestra exámenes de Orina -Orina de 24 hrs. …………………………………………………………………… 34 8.- Exámenes sección Koch -Expectoración, Orina, Contenido gástrico -Punciones cavidades cerradas (L.C.R., Sinovial, Pleural, etc.) -Biopsia, Pus, Hemocultivo Koch …………………………………………………. 35 9.- Toma de muestras para determinación con técnicas de inmunofluorescencia -Virus respiratorios, Bordetella pertusis -Chlamydia sp. ……………………………………………………………………. 36 10.- Normas generales estudio serológico agentes virales y parasitos -Toxoplasma ……………………………………………………………………….. 37 -Rubeola, Citomegalovirus ……………………………………………………….. 38 -Hepatitis A, Hepatitis B, Hepatitis C, V.I.H..…………………………………… 39 Estudio serológico agentes respiratorios -Mycoplasma pneumoniae ………………………………………………………. 40 -Chlamydia pneumoniae ………………………………………………………… 40 -Legionella pneumophila ………………………………………………………... 40 -Virus Epstein Barr (E.B.V.) ……………………………………………………. 40 -Bartonella Henselae ……………………………………………………………... 41 Indicación toma muestra parasitología -Coproparasitológico seriado -Búsqueda de trichomonas vaginalis -Test de Graham ………………………………………………………………… 42 -Sangre en deposiciones: Test de Weber ………………………………………. 43 -E.L.I.S.A. para Hidatidosis ……………………………………………………. 43 -Búsqueda de “Criptosporidium e Isospora belli” ……………………………. 43 -Diagnóstico de “Pneumocystis carini” ………………………………………… 43 Instrucciones expectoración inducida …………………………………………………. 44 11.- Toma de muestras de Inmuno-Endocrinología …………………………………... 45 12.- Toma de muestras V.D.R.L. ………………………………………………………. 46 Bibliografía ……………………………………………………………………………… 48 NORMAS PARA EL TRANSPORTE Y MANIPULACIÓN DE 3
- 4. SANGRE Y FLUIDOS CORPORALES •INTRODUCCION : Existen actualmente enfermedades que pueden ser transmitidas a través de la sangre, como la Hepatitis B, SIDA, Jacob Crautzfeldt, entre otras. De igual forma existen otras infecciones de origen bacteriano que pueden ser transmitidas en el contacto directo con fluidos corporales. Muchos de estos pacientes, infectados con los agentes de las enfermedades mencionadas, pueden permanecer asintomáticos por largos períodos de tiempo y sin embargo ser infectantes para los demás. Por este motivo, el equipo de salud debe considerar a todos los pacientes como potencialmente infectados con algunos de estos agentes y adoptar rigurosamente las precauciones necesarias para minimizar el riesgo de exposición a material infectante proveniente de cualquier paciente. DEFINICIONES FLUIDOS CORPORALES: Se entiende por fluido corporal, a todas las secreciones o líquidos biológicos, fisiológicos o patológicos, que se producen en el organismo: sangre, orina, deposiciones, lagrimas, saliva, semen, secreciones bronquiales, secreciones de heridas, secreciones ópticas, nasales, farinosas, secreciones vaginales, secreciones uretrales, LCR, líquido pleural, líquido ascítico, líquido articular, líquido amniótico, entre otras. FLUIDOS CORPORALES DE ALTO RIESGO: Se aplican siempre a la sangre y a todos los fluídos que contengan sangre visible. Se incluyen además, semen, secreciones vaginales, leche materna y aquellos líquidos provenientes de cavidades normalmente estériles como: líquido cefalorraquideo, líquido sinovial, líquido peritoneal, líquido pericárdico y líquido amniótico. Se consideran de alto riesgo, por constituir fuente de Infección de virus de hepatitis B, VIH y otros agentes que se transmiten por la vía parenteral. FLUIDOS CORPORALES DE BAJO RIESGO: Se aplican a las deposiciones, secreciones nasales, expectoración, transpiración, lágrimas, orina o vómitos, a excepción de aquellos que tengan sangre visible. Se debe considerar que estos fluídos, aunque no constituyen fuente de infección de virus de hepatitis B, VIH y otros agentes que se transmiten por la vía parenteral, sí tienen el riesgo de transmitir infecciones bacterianas al entrar en contacto con piel y mucosas del operador. PRECAUCIONES UNIVERSALES CON SANGRE Y FLUIDOS CORPORALES: 4
- 5. Son el conjunto de procedimientos destinados a minimizar el riesgo de adquirir enfermedades, por el personal de la salud, al exponerse a productos biológicos potencialmente contaminados, en la práctica clínica. Debido a que todos los pacientes pueden ser potenciales portadores de patologías que se transmiten por la vía parenteral, sin tener un diagnóstico objetivable, LAS PRECAUCIONES UNIVERSALES deben aplicarse en la práctica de la atención de cualquier paciente en todo momento y en cualquier ámbito de la atención de salud, siendo esto lo que les confiere el carácter de Universales, estas precauciones hoy son homologables a PRECAUCION ESTANDAR que incluyen además las precauciones a considerar con las diferentes secreciones. PRECAUCIONES 1. GUANTES: • Deben usarse en todo procedimiento en que exista riesgo de estar expuesto a fluído corporal de alto riesgo u otras secreciones. • Deben usarse cuando el personal tiene lesiones en las manos, transformándose en una puerta de entrada de microorganismos. • Deben cambiarse entre cada paciente y deben ser colocados con lavado de manos previo. • Para realizar cualquier punción arterial y/o venosa debe usarse guantes, debido a que reduce el riesgo de contaminación de la piel de las manos con sangre y disminuye el inóculo al producirse un accidente por cortopunzante contaminado con fluido de alto riesgo. 2. MASCARILLAS, ANTEOJOS PROTECTORES se deben usar en los procedimientos en que con frecuencia se producen aerosoles o salpicaduras de sangre u otro fluido corporal de alto riesgo. 3. PECHERAS IMPERMEABLES su uso está indicado en los procedimientos en que con frecuencia se producen derrames o salpicaduras de sangre u otro fluido corporal de alto riesgo. SI DURANTE EL PROCESO DE ATENCION DE CUALQUIER PACIENTE, LA PIEL O LAS MANOS DEL PERSONAL ENTRA EN CONTACTO CON SANGRE U OTRO FLUIDO CORPORAL, ESTAS DEBERAN LAVARSE DE INMEDIATO CON ABUNDANTE AGUA Y JABON ANTISEPTICO. TRANSPORTE DE MUESTRAS: • El personal del equipo de salud que transporte muestras biológicas SIEMPRE DEBE USAR GUANTES. 5
- 6. • El llenado de los frascos debe ser realizado con precaución para evitar el derrame por sus costados. • Los frascos deberán ser transportados en cajas de seguridad tapadas, en posición vertical y el personal que las transporta debe manipularlas con guantes. • Los gases arteriales deben ser tapados con tapón rojo combi u otro tapón de goma sin aguja. MANEJO DE DERRAMES: • Debe limpiar la superficie con detergente y luego aplicar Cloro 0,5%. • Todos los procedimientos de limpieza deberán ser realizados con guantes. EL CUMPLIMIENTO DE LA NORMATIVA ES UN DEBER DE RESPONSABILIDAD CON NOSOTROS. NORMAS DE MANIPULACION Y TRANSPORTE DE MUESTRAS 1. SANGRE: Esta muestra es la más frecuente y la que constituye mayor riesgo. Los frascos de sangre, para Hemograma, pruebas Bioquímicas, Inmunológicas y otras deben venir correctamente tapados con su tapón de goma, y dispuestas en gradilla, de modo de mantenerse vertical. No deben envolverse los frascos con las solicitudes de exámenes, éstas deben venir en forma separada. Toda muestra de sangre debe manipularse con guantes y transportarse en contenedores con tapa, especialmente diseñados y destinados sólo para ese propósito. Jamás debe transportarse una muestra dentro de un bolsillo o en la mano. En caso de derrame de una muestra deben tomarse las siguientes medidas: •Avisar inmediatamente a la enfermera del servicio correspondiente y al laboratorio. •Limpiar el derrame con material absorvente y eliminar, luego desinfectar con cloro 0,5% (usar guantes). Laboratorio Central no aceptará solicitudes de exámenes que estén manchadas con fluidos biológicos. 2.- ORINA : Las muestras de orina para urocultivo deben venir en frasco con tapa rosca. No es necesario que el frasco venga lleno de orina, suficiente hasta sus ¾ partes. En caso de derrame, limpiar con elemento absorvente y desinfectar con cloro al 0,5 %. 6
- 7. 3.- DEPOSICIONES : Coproparasitológicos, Coprocultivos, Leucocitos fecales y pH y Benedict, deben venir en recipiente correspondiente, correctamente tapados y sin derrames en su exterior. En caso de derrame o accidente, se procede igual que en puntos anteriores. 4.- OTROS FLUIDOS BIOLÓGICOS : Deben manipularse y transportarse correctamente tapados y sellados con papel engomado, sin derrames en su exterior. En caso de derrame se procede igual que Orina y Deposiciones. Para manipular sangre u otro fluido biológico de cualquier paciente debe usarse guantes de procedimientos. NORMAS DE MANEJO DE MUESTRAS EN PACIENTES DE ALTO RIESGO Las muestras de estos pacientes deben transportarse correctamente cerradas y dentro de una bolsa plástica, para evitar contaminación en caso de derrames accidentales. Las muestras en su bolsa plástica deben ser colocadas en un envase resistente y cerrado para su traslado al laboratorio. Estas muestras deben llevarse a laboratorio en forma individual inmediatamente después de obtenidas. Las peticiones de examen deben venir separadas de las muestras. TOMA MUESTRAS QUIMICA CLINICA DATOS GENERALES El paciente debe estar en ayunas (mínimo 12 hrs.), a excepción de los casos en que el médico indique en la solicitud de examen, una situación diferente. 7
- 8. El traslado de las muestras al laboratorio, debe hacerse inmediatamente una vez tomadas (las células sanguíneas consumen e intercambian algunas sustancias presentes en la sangre, alterando su concentración). I.- Para las siguientes determinaciones: - Uremia - Glicemia - CK Total - Creatininemia - Calcemia - Electrolitos séricos - Fosfemia - Proteínas - Transaminasas - Albúminas - Uricemia - C.K.M.B. - Colesterol total - H.D.L colesterol - LDH - Triglicérido - Amilasemia - Bilirrubina total y directa - Fosfatasas alcalinas Tomar 3 a 5 cc. de sangre sin anticoagulante. (Tubo venoject tapa roja, de 3 cc. o de 5 cc.) NOTA: - Con 5 cc. de sangre es suficiente para realizar varias determinaciones. - Las muestras en que se indique determinar Bilirrubina deben venir protegidas de la luz. - Las solicitudes de exámenes E.L.P. y E.L.U. deben venir separadas. - Para Hemoglobina Glicosilada (HB A 1 C), tomar 2 cc. de sangre en tubo de Hemograma (tubo venoject tapa lila). II.- CLEARENCE CREATININA. * Se necesita : - 3 cc. de sangre sin anticoagulante. (tubo tapa roja) –Orina de 24 hrs.(hospitalizados) enviar alicuota 30 cc indicando diuresis. –Datos de peso y talla del paciente. RECOLECCION DE ORINA DE 24 HRS. (Ambulatorio) 1.- Comenzar a las 7 de la mañana del primer día; eliminando toda la orina. 2.- Luego juntar toda la orina del día y la noche, incluyendo la primera orina del día siguiente (la de las 7 de la mañana). 3.- Durante la recolección, dejar los envases con las muestras en un sitio fresco. 4.- Traer toda la orina al Laboratorio en envases limpios. III.- GASES EN SANGRE: 8
- 9. - Deben tomarse en jeringa desechable heparinizada; mínimo 1 cc. de sangre. – La muestra debe venir en anaerobiosis (sin burbujas y sellada la punta de la jeringa con un tapón de goma). NO debe venir con la aguja. – El transporte de la muestra al laboratorio debe hacerse de inmediato y la jeringa debe venir en hielo. IV.- LACTATO Y AMONIO Lactato : Tomar una muestra de sangre por punción venosa, en un tubo con fluoruro de sodio (tubo tapa gris). Una vez tomada la muestra enviar de inmediato al laboratorio, indicando en la solicitud de examen, la hora de extracción de la muestra. Amonio : Extraer la muestra de sangre por punción venosa (vena sin estasis) en un tubo con EDTA (tubo tapa lila). Enviar la muestra de inmediato al laboratorio, transportada en hielo, indicando en la solicitud de examen, la hora de extracción de la muestra. V.- OTRAS DETERMINACIONES EN ORINA: * Creatinina * Calcio * Nitrógeno Ureico * Fósforo * Amilasa * Acido úrico Enviar una alicuota (aprox. 30 cc.) de la muestra de orina de 24 hrs., con la diuresis anotada en la solicitud de examen. TOMA DE MUESTRAS HEMATOLOGIA I.- SISTEMA AL VACIO VENOJECT a) –Hemogramas - Rto. Plaquetas * Tubo tapa lila ( 3 cc. de sangre ) –Rto. Eosinófilos - Rto. Reticulocitos * El mínimo de muestra, para procesar –Rto. Leucocitos * Hto. y Hb. cualquiera de estos exámenes no debe ser inferior a 1cc. b) V-H.S. * Tubo tapa Negra (1cc. de sangre) * Exacto, volumen inferior a este, el equipo no lo lee. 9
- 10. c) PRUEBAS DE COAGULACION –T.T.P.A - T.P. + INR. –Fibrinogeno - Factor VIII –P.D.F. dimero D. - Cofactor de Ristocetina –Anticoagulante Lúpico • Tubo tapa Celeste (recomendable tomar en tubo de 3,5cc. si son varias las determinaciones). • Tubo de 2cc. para procesar pruebas de rutina básicas T.P, T.T.P.A. y Fibrinogeno. Toma de Muestra: La toma de muestra para todos los exámenes de coagulación debe ser una punción limpia, en ayuno estricto y la muestra debe ser inmediatamente llevada al laboratorio. Todas las determinaciones que se realizan en coagulación deben ser tomadas hasta la marca indicada en el tubo, es decir, exactas. Sistema Venojet : Tubo Tapa Lila : Hemograma, Hto., Hb, Rcto. Leucocitos. Tubo Tapa Celeste : Pruebas de Coagulación Tubo Tapa Negra : VHS Estabilidad de las Muestras –Hemograma y VHS : 3 hrs. –Coagulación : 1 hrs. Punciones con scalp, deben solicitarse adaptadores para Venoject en el laboratorio, es importante comenzar por los tubos con anticoagulante y agitarlos de inmediato. TOMA DE MUESTRAS BACTERIOLOGIA OBJETIVO: Obtener una muestra de acuerdo a la localización, que permita un óptimo rendimiento del examen bacteriológico, libre de contaminación. DESTINADA A: - Profesionales Médicos, Enfermeras, Matronas , Tecnólogos Médicos. –Internos y Alumnos de Medicina, Enfermería ,Obstetricia y Tenología Médica. 10
- 11. INTRODUCCIÓN: CONSIDERACIONES GENERALES: 1. -Para obtener el máximo rendimiento de los exámenes bacteriológicos, se debe acortar el tiempo transcurrido entre toma de muestra y siembra en el laboratorio. Sobretodo cuando se sospecha de microorganismos lábiles (Ej. Neisseria sp., Haemophylus sp.). 2. La toma de muestra para cultivo bacteriológico debe ser realizada por personal capacitado, con técnica aséptica y uso de material estéril. La petición de examen debe ser realizada en “Solicitud de examen microbiológico”, la cual se debe completar en todos sus puntos. 3. El laboratorio provee de medios de transporte para exámenes que no pueden ser enviados inmediatamente al laboratorio: * Amies: medio de transporte para todo tipo de secreciones tomadas en tórula ∗Cary Blair: medio de transporte utilizado para coprocultivos. − Ambos medios de transporte deben mantenerse refrigerados para evitar desecación, sin embargo se debe tener la precaución de tenerlos a temperatura ambiente al momento de tomar la muestra. − Luego de tomada la muestra y puesta en el medio de transporte se debe mantener a temperatura ambiente. Se puede mantener hasta 72 horas. 4. En aquellas muestras de líquidos tomados en frascos con medio de transporte, (frascos de hemocultivo), y que se solicite Tinción de Gram, se deberá enviar una muestra adicional en frasco estéril sin medio de transporte. Ej: líquido ascítico, líquido pleural, otros.) LÍQUIDO CEFALORRAQUIDEO La muestra de L.C.R. debe ser obtenida por un médico entrenado en la técnica de punción lumbar. Procedimiento: 1.- Lavar la región lumbar del paciente con agua y jabón. 2.- Realizar antisepsia de la piel según Norma Nº 3 (Uso de antisépticos y desinfectantes, Comité I.I.H.), mediante la realización de movimientos concéntricos que van desde el lugar donde se realiza la punción hacia fuera. Esperar tiempo de latencia del antiséptico. 3.- Proceder a la punción lumbar con técnica aséptica. 11
- 12. 4.- Recolectar el L.C.R. en tres frascos estériles. Utilizar el segundo frasco para el estudio microbiológico ya que el primero tiene más posibilidades de contaminación. 5.- La cantidad de L.C.R. afecta directamente la sensibilidad del diagnóstico bacteriológico. En general, cantidades de 1-3 ml. de LCR para estudio bacteriológico, son adecuadas. LATEX LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO: Técnica destinada a la determinación de antígenos bacterianos específicos como apoyo diagnóstico de meningitis bacteriana: 1. Luego de solicitud por el médico tratante, sólo se realizará la técnica en laboratorio si el examen citoquímico de líquido cefalorraquídeo se encuentra alterado y sugiere meningitis. 2. La obtención de la muestra se realiza de acuerdo a lo mencionado en punto anterior para obtención de muestra de L.C.R. para examen bacteriológico. Transporte: Se debe realizar a la mayor brevedad posible, en tubos estériles con tapa rosca y/o frasco estéril, ya que la mayoría de los microorganismos causantes de meningitis son sensibles a los cambios de temperatura y desecación. LIQUIDO DE CAVIDADES SEROSAS El líquido pleural, peritoneal, pericárdico y sinovial son normalmente estériles. En procesos infecciosos aumenta su volumen y dan lugar al desarrollo de diversos microorganismos. Toma de muestra: Estas muestras se obtienen generalmente por punción percutánea, por lo tanto, se debe realizar una rigurosa limpieza de la piel y antisepsia de la zona que se va a puncionar, para evitar la contaminación de la muestra con flora cutánea y minimizar el riesgo de infección del paciente asociado al procedimiento. La muestra debe ser obtenida por un médico experimentado en la técnica y un asistente, ambos vestidos con ropa estéril, guantes y mascarilla. Transporte de la muestra: Las muestras deben ser conducidas a la mayor brevedad posible al laboratorio, a temperatura ambiente, en frasco estéril. LÍQUIDO PLEURAL Toma de muestra: 12
- 13. Debe ser realizada por un médico entrenado en la técnica de toracocentesis. La punción aspirativa debe realizarse bajo rigurosa técnica aséptica. Transporte: Enviar la muestra rápidamente al laboratorio a temperatura ambiente, en frasco estéril. MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR SECRECIÓN FARÍNGEA: Toma de Muestra: a)Cultivo corriente: 1.- Buena iluminación y exposición de la faringe del paciente. 2.- Deprimir la lengua con bajalengua. 3.- Frotar la tórula contra la pared posterior de la faringe y amígdalas, tocando cualquier exudado. 4.- Evitar tocar la lengua. b) Cultivo en sospecha de Difteria: Tomar dos muestras con tórula, utilizando baja lengua, pasándola por el reborde de la pseudomembrana. Transporte: a) Cultivo Corriente y sospecha de Difteria : - Menos de 2 horas; enviar la tórula en un tubo estéril seco. - De 2 a 24 hrs.; enviar la tórula en medio de transporte (Amies). b) Cultivo Neisseria meningitidis, Neisseria gonorrhoeae : - Sembrar inmediatamente en Thayer Martin, si no es posible, introducir la tórula en tubo con medio de transporte (Amies) y mantener a temperatura ambiente. SECRECIÓN NASAL: La portación nasal de Staphylococus aureus está presente en el 20-25 % de individuos sanos en la comunidad y con frecuencia en el ambiente hospitalario aumenta, por lo tanto, no está indicada la muestra de rutina en el personal del hospital, solo en un brote intrahospitalario, bien documentado, mediante alguna técnica epidemiológica que permita establecer que se trata de la misma cepa. 13
- 14. Muestra: Secreción nasal Toma de muestra: Introducir una tórula humedecida en solución salina estéril y rotar en el vestíbulo de ambas fosas nasales (tabique y cara interna de aletas nasales). Transporte: Introducir la muestra en medio de transporte. (Amies, Stuart). Llevar al laboratorio a temperatura ambiente a la brevedad posible. MUESTRAS OCULARES Muestra: Secreción ocular Raspado conjuntival Toma de Muestras: - Tomar la muestra para cultivo antes de la aplicación de anestésico tópico. - Tomar la muestras con extremo cuidado, con la ayuda de otra persona que inmovilice la cabeza del paciente. - Obtener la secreción con tórula estéril, del fondo de saco inferior, en el ángulo interno del ojo o del extremo interior del párpado. - Rotar la tórula suavemente, para que toda la superficie del algodón se empape de la secreción purulenta. Transporte de la muestra: Introducir la tórula en medio de transporte (Amies, Stuart) y mantener a temperatura ambiente. SECRECIÓN ÓTICA Muestra: a) Fluido de oído obtenido por Timpanocentesis. b) Secreción del conducto auditivo externo. Cuando se presenta exudado, es mejor recolectar pus con una tórula fina. Toma de la muestra: a) Timpanocentesis: La muestra debe ser tomada por un otorrinolaringólogo. b) Secreción del conducto auditivo externo: 14
- 15. - Antes de tomar la muestra proveniente de oído externo, hacer aseo cuidadoso de la piel de modo de disminuir las posibilidades de arrastrar bacterias presentes normalmente en esa zona. - Dirigir la tórula en sentido oblicuo de atrás hacia adelante y de abajo hacia arriba. Transporte: * Cultivo aeróbico: Transportar la muestra a temperatura ambiente en medio de transporte (Amies, Stuart), antes de 2 horas al laboratorio. * Cultivo Anaeróbico: Transportar la muestra en medio de transporte anaeróbico comercial. MUESTRA DE SENOS PARANASALES Muestra: Aspirado obtenido por punción de los senos paranasales. Toma de Muestra: - La muestra debe ser obtenida por un otorrinolaringólogo. - Limpiar la mucosa nasal en el punto de la aspiración para eliminar organismos contaminantes. - Obtener el aspirado por punción aséptica con jeringa. Transporte: * Cultivo Aeróbico: Depositar la muestra en medio de transporte (Amies ,Stuart) enviar a Laboratorio Central a temperatura ambiente. * Cultivo Anaerobio: Enviar de inmediato al laboratorio en medios de transportes comerciales para anaerobios, a temperatura ambiente. MUESTRAS DEL TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR Recolección: Esta muestra puede ser obtenida de un paciente conciente, que comprenda las indicaciones. 1.- Obtención de 01 muestra previo al inicio de la terapia antimicrobiana. 2.- El paciente debe lavarse los dientes y realizar enjuagues con agua para limpiar cavidad oral. 15
- 16. 3.- Mediante tos espontánea o provocada, eliminar el esputo en un frasco de boca ancha. El médico, kinesiólogo o enfermera, debe asistir al paciente durante la obtención de la muestra. Transporte: No debe demorar más de dos horas. En caso contrario, la muestra debe ser refrigerada, aunque esto tiene el inconveniente de disminuir el recuento bacteriano de algunos microorganismos más sensibles. Ejemplo Haemophyllus sp. CULTIVO CUANTITATIVO DE ASPIRADO ENDOTRAQUEAL (Diagnóstico Bacteriológico de Neumonía Asociada a Ventilación mecánica. Revisado el consenso nacional de la Sociedad Chilena de Infectología con relación a diagnóstico de NAVM se concluye que: Se recomienda el uso de criterios microbiológicos cuantitativos para el diagnóstico de la NAVM. A pesar de que las ventajas diagnósticas de esta estrategia sobre el uso exclusivo de criterios clínicos y radiológicos podría ser marginal, este enfoque permite al menos reunir información epidemiológica sobre microorganismos prevalentes y resistencia antimicrobiana en una unidad, reducir y racionalizar el uso de antimicrobianos y discriminar casos con mayor o menor probabilidad de NAVM. • Se recomienda específicamente el uso de cultivo cuantitativo del ASPIRADO ENDOTRAQUEAL (AET). Esta modalidad de diagnóstico tiene una sensibilidad y especificidad comparables a las estrategias diagnósticas basadas en estudios fibrobroncoscópicos como Lavadobroncoalveolar y tiene la ventaja de su universalidad de aplicación, bajo costo e independencia de equipos humanos y técnicos restringidos para su obtención. CULTIVO CUANTITATIVO DEL ASPIRADO ENDOTRAQUEAL (AET) INDICACION: 16
- 17. • Todo paciente con sospecha de Neumonia asociada a ventilación mecánica (NAVM ), conexión a ventilación mecánica más de 48 horas y presencia de criterios clínicos radiológicos, en el cual no se hayan efectuado cambios de tratamiento antimicrobiano durante las últimas 72 horas. OBTENCION DE LA MUESTRA: O La muestra debe ser obtenida con técnica aséptica. • El procedimiento debe ser realizado por profesional capacitado en procedimientos sobre la vía aérea. • Se obtiene introduciendo sonda de aspiración por el tubo endotraqueal y conectando el otro extremo de la sonda a tubo de aspiración. • No se debe instilar suero fisiológico con el fin de facilitar la recolección ya que se diluye la muestra ( recuerde que se trata de un cultivo cuantitativo). • Si las secreciones son espesas, se deben aplicar aspiraciones intermitentes hasta conseguir la muestra. • La muestra debe ser enviada inmediatamente a sección bacteriología Laboratorio Central. • Se debe especificar claramente en solicitud de examen: Examen solicitado: CULTIVO CUANTITATIVO ASPIRADO ENDOTRAQUEAL. RECEPCIÓN DE MUESTRA: • Cultivo cuantitativo de aspirado endotraqueal será recepcionado en el siguiente horario hábil: Lunes a Jueves: 08:00-16:30 horas Viernes : 08:00 horas a 15:30 horas. • Muestras recepcionadas en otros horarios serán tratadas e informadas como cultivo cualitativo. INFORME DE LABORATORIO E INTERPRETACION DE RESULTADOS: • El informe de laboratorio incluye recuento bacteriano de cada microorganismo aislado. 6 • Un recuento mayor o igual a 10 ufc/ml se asocia a NAVM en aproximadamente cuatro quintos de los casos ,valor predictivo positivo( VPP) 82% y los recuentos inferiores señalan la probable ausencia de neumonía a pesar de la sospecha, valor predictivo negativo (VPN) 83%. 3 • Un recuento menor a 10 ufc./ml está asociado a una menor probabilidad de NAVM, lo que permite plantear la exclusión del diagnóstico. Esta interpretación es válida, si no se han realizado modificaciones a la terapia antimicrobiana en las últimas 72 horas. 6 • Recuento intermedio entre estos valores ( mayor de 103 y menor a 10 ) señala VPN y VPP variables que deben quedar a criterio de los médicos tratantes. 17
- 18. INFECCION DE PIEL Y TEJIDO SUBCUTÁNEO HERIDAS Y ÚLCERAS: Indicación de cultivo: El diagnóstico de infección, es clínico y se basa en la presencia de síntomas y signos clínicos en el sitio de la lesión . El cultivo se solicita sólo: 1.- Con diagnóstico de infección. 2.- Si se requiere confirmar la etiología con fines epidemiológicos. 3.- Si el clínico decide que el estado del paciente amerita un tratamiento antibiótico sistémico. La infección puede ser superficial o profunda, dependiendo de las estructuras comprometidas. Infección superficial: existe compromiso de dermis, epidermis y celular subcutáneo. Infección profunda: están involucradas además, la fascia y músculo, pudiendo o no comprometer cavidades u órganos. Lo anterior, determina que la muestra, se tome de manera diferente en ambos casos. * Cultivo aeróbico superficial: 1.-Limpiar la herida por arrastre mecánico, con suero fisiológico. 2.- Frotar con tórula estéril el centro y bordes internos de la lesión en zig-zag. 3.- Enviar inmediatamente al laboratorio, de lo contrario poner muestra en tubo de medio de transporte Amies. * Cultivo aeróbico profundo: 1.-Limpiar la superficie dañada con suero estéril. 2.-Tomar muestra con jeringa de la parte más profunda de la herida, cuando sea posible tomar un trozo de tejido y depositarlo en un frasco seco y estéril para su envío al laboratorio. 3.-Enviar al laboratorio inmediatamente, si no es así, poner la muestra en medio de transporte Amies. ABCESOS CERRADOS: 1.- Realizar limpieza de la piel de la lesión y luego antisepsia con antiséptico según Norma Nº 3 Comité I.I.H.. 2.- Realizar punción del abceso con aguja y jeringa y aspirar la secreción, obteniendo mínimo 0.5cc. 18
- 19. 3.- Enviar al laboratorio en la misma jeringa, tapada con un tapón estéril. CELULITIS O FLEGMONES SIN PERDIDA DE CONTINUIDAD DE LA PIEL: 1.- Realizar limpieza de la piel de la lesión y luego antisepsia con antiséptico según Norma Nº 3 Comité I.I.H.. 2.- Introducir 0.5 a 1.5cc de suero fisiológico estéril con jeringa con aguja Nº 21, estéril. 3.- Aspirar y enviar en la misma jeringa de inmediato al laboratorio. Si esto no es posible, conservarlas a temperatura ambiente hasta su envío. No refrigerarlas. DIAGNÓSTICO DE LOS PROCESOS SUPURADOS EN TRAUMATOLOGÍA TOMA DE MUESTRAS: A) Procesos cerrados (Abscesos): previa desinfección de la piel con povidona yodada, puncionar con jeringa estéril con aguja de diámetro ancho. La muestra se vacía a tubo o frasco estéril. B) Procesos abiertos : (heridas, fístulas, procesos abiertos) la muestra se toma con tórula estéril de la parte más central de la lesión de preferencia del fondo de la lesión, con el fin de evitar la contaminación de la muestra con microorganismos de la piel o del medio ambiente. En caso que el pus sea muy abundante, se puede aspirar con jeringa. En ambos casos, solicitar Gram y Ziehl Neelsen, según criterio médico. DIAGNÓSTICO DE LA ARTROPLASTÍA INFECTADA DE CADERA 1.- Punción aspirativa : Si existen evidencias clínicas y radiológicas de infección protésica, la punción aspirativa articular para obtener líquido para cultivo, es una ayuda valiosa para el estudio diagnóstico. Para un mejor rendimiento del procedimiento, conviene realizarlo bajo fluoroscopía ( la sensibilidad es de 50 a 70% y especificidad de 80%). Tomar una muestra y vaciar en frasco de hemocultivo pediátrico y enviar a Laboratorio Central. IMPORTANTE: Si desea Tinción Gram, enviar fracción de muestra en jeringa o frasco estéril. 2.- Cultivo intraoperatorio : Se debe tomar tres muestras, de sitios representativos, como 1 muestra de cápsula articular y 2 de membranas alrededor de los componentes protésicos, depositar las muestras en frascos de hemocultivo respectivamente (un frasco con cápsula y otro con las membranas). La tinción de Gram tiene alta especificidad pero muy baja sensibilidad (98% versus 12%). 19
- 20. ARTRITIS S…PTICA Líquido articular : Tomar una muestra de líquido articular e inocular directamente en frasco de hemocultivo. Si existe sospecha de artritis de etiología tuberculosa, debe tomarse la muestra adicionada de heparina; 1 gota de solución de heparina al 5% estéril, para 5 ml de líquido. OSTEOMIELITIS AGUDA 1.- Muestra intraoperatoria de tejido sinovial o tejido óseo : Las muestras de tejido óseo o sinovial, obtenidas por procedimiento quirúrgico, deben ser inoculadas en frasco de hemocultivo. 2.- Muestra por punción percutánea : Las muestras osteoarticulares, por punción percutánea bajo visión radiológicas, deben ser inoculadas en frasco de hemocultivo. . IMPORTANTE: En aquellos pacientes en quienes se sospecha una bacteremia simultánea, obtener muestra de sangre para hemocultivos. NOTA: 1.- En aquellos pacientes con múltiples focos óseos infecciosos, tomar 1 muestra desde la lesión más representativa de cada miembro. 2.- Muestra intraoperatoria: Tomar sólo una muestra representativa, posterior a aseo con suero fisiológico y previo a la antisepsia del aseo quirúrgico (no tomar muestras pre-aseo ni post-aseo quirúrgico). 3.- Pacientes con único foco de infección, tomar sólo una muestra representativa del sitio. En caso de infección de prótesis de cadera, tomar 1 muestra de cápsula y 2 de membranas. 4.- Transporte: Las muestras tomadas, deben ser enviadas inmediatamente al Laboratorio Central. CULTIVO CUANTITATIVO EN QUEMADOS I INTRODUCCIÓN: Infección de la quemadura : 20
- 21. Multiplicación en el tejido quemado, de microorganismos que previamente lo colonizaban o llegaron por vía hematógena, e invasión del tejido sano vecino o a distancia a partir de él. El cultivo cuantitativo, en biopsia de tejido, en conjunto con el análisis histopatológico, permiten colaborar al diagnóstico de infección profunda de la quemadura. Indicación: Paciente que requiera escarectomía y exista sospecha de infección dada por : •Signos clínicos: Fiebre, deterioro del estado general, taquicardia, dolor en zona de quemadura, cambio local como profundización, eritema periférico, secreción purulenta. II T…CNICA Toma de muestra : •Realizar limpieza superficial de la lesión con suero fisiológico, y luego remoción de tejido superficial. •Tomar la muestra de la zona más comprometida. •Realizar incisión paralela de 2 cms. de largo y 1 cm. de ancho, con margen que incluya piel sana y profundidad que abarque tejido sano o vital. •Luego dividir longitudinalmente el trozo de tejido en 2 porciones. Porción 1: depositar en frasco seco y enviar a Anatomía Patológica. Porción 2: Retirar margen de piel sana, depositar en frasco estéril seco y enviar inmediatamente a Sección Bacteriología, Laboratorio Central. Envío de la muestra: • Las muestras se recibirán antes de las 12:00 A.M. de lunes a viernes en Anatomía Patológica y Laboratorio Central. • Debe ser enviada antes de las 10:00 A.M. a Anatomía Patológica, si el informe de la biopsia se desea obtener durante el día. • En el momento de inscribir el paciente en la tabla quirúrgica, se debe avisar al Laboratorio Central (anexo 7012) y a Anatomía Patológica (anexo 7321), la fecha y hora del procedimiento, con el fin de programar la realización del examen. • Por ser ambas técnicas en implementación en ambas unidades, se recibirá muestra de 1 paciente cada día. INFORME: Bacteriología : 21
- 22. * Se informa recuento de unidades formadoras de colonias por gramo de tejido (UFC/gr. tejido), identificación y antibiograma de la cepa. * Se establece límite de 100.000 UFC/gr. Tejido, como valor predictivo de invasión bacteriana. TRACTO GENITAL FEMENINO Secreción Vaginal: Recolección de la muestra: 1.- Colocar el especulo sin lubricante. 2.- Introducir una sonda a través de la vagina, conectada a una jeringa que contenga 2 ml. de suero fisiológico. 3.- Hacer lavado vaginal con el suero. 4.- Colocar el producto del lavado en tubo estéril. Secreción Cervical: Tomar la muestra de exudado endocervical haciendo rotar la tórula. NOTA: En caso de solicitar de una misma paciente: Cultivo y examen al fresco, se deben enviar dos tórulas y las peticiones de examen por separado. TRACTO GENITAL MASCULINO Secreción Uretral: Toma de muestra: - Dos tórulas: - Gram - Cultivo –Si hay secreción abundante, se toma la muestra con tórula desde el inicio de la uretra posterior. –Si la secreción es escasa introducir la tórula unos 2 cm. por la uretra, girarla en ambos sentidos, permitiendo que absorba secreción y luego retirarla. Transporte: 22
- 23. La muestra debe transportarse a temperatura ambiente de inmediato al laboratorio. COPROCULTIVO Solicitud de la muestra: Con el fin de orientar el diagnóstico bacteriano, siempre se debe consignar la edad del paciente. Toma de muestra: - Tórula de algodón o sonda rectal. Estas técnicas se utilizan especialmente en el niño menor. Si se obtiene la muestra con tórula, ésta debe humedecerse en el medio de transporte Cary Blair, e introducirse por el ano aproximadamente 2 cm. haciéndola girar suavemente. Si se utiliza sonda rectal, se debe emplear una sonda nelaton fina y se aspira con jeringa. Cantidad : Cuando la deposición es líquida se deben obtener entre 1 - 5 ml. En caso de que la muestra se obtenga con tórula de algodón, tratar de que ésta se impregne de deposición . Transporte : Si el transporte al laboratorio demora menos de 2 horas, no se toman medidas especiales. Si este tiempo es mayor, la muestra se introduce en medio de transporte Cary Blair y se mantiene a temperatura ambiente. LEUCOCITOS FECALES - ROTAVIRUS Tomar deposiciones frescas diarreicas, mínimo 1 cc, en frasco estéril, enviar rápidamente a laboratorio. REACCIÓN AGLUTINACIÓN Extraer 5 cc. de sangre sin anticoagulante, en tubo venoject tapa roja. Enviar al laboratorio. 23
- 24. NORMA DE INDICACIÓN Y TOMA DE MUESTRAS PARA HEMOCULTIVOS. OBJETIVO : Obtener una muestra de sangre que permita un óptimo rendimiento del examen, libre de contaminación. DEFINICIONES : HEMOCULTIVO: Es un examen microbiológico que permite la detección en el laboratorio, de una bacteremia, lo cual contribuye a adecuar la terapia antimicrobiana de acuerdo al microorganismo aislado y a la sensibilidad in vitro que éste presente, ya que la terapia, generalmente se plantea en forma empírica. Hemocultivos positivos pueden indicar : 1.-Bacteremia real por agente patógeno: •Bacteremia primaria: sin foco evidente de infección en otro sitio. •Bacteremia secundaria: existe foco de infección primaria con el mismo agente, como : Infección del tracto urinario Infección respiratoria Infección de herida operatoria Otros. 2.-Bacteremia transitoria: Instrumentación de mucosas contaminadas. Cirugía de áreas contaminadas. 3.-Contaminación: La incidencia de bacteremia, varía de acuerdo al tipo de infección que la origina, por ejemplo: Porcentaje de Bacteremia : Endocarditis bacteriana 77-100 % Neumonia Bacteriana 20-30 % Artitis séptica 10-60 % Neutropénicos febriles 20-30 % Meningitis bacteriana 45-55 % Haemophilus influenzae tipo b 80 % Neisseria meningitidis 33 % 24
- 25. Streptococcus pneumoniae 52 % Niños febriles menores de 2 años 6 % La detección en el laboratorio de una bacteremia depende de numerosos factores: -Indicación del examén -Número de muestras cultivadas -Volumen de sangre cultivada -Dilución de cultivo -Aditivos del medio. INDICACION CLINICA DE HEMOCULTIVO: -Infección del SNC. -Lactante menor de 03 meses con hipertermia (mayor de 39.5) -Síndrome febril de más de 04 días de evolución, sin foco clínico evidente. -Pleuroneumonias. -Paciente inmunodeprimido, con fiebre -Sospecha clínica de septicemia. -Cardiopatía, con fiebre, sin foco clínico evidente. -Osteoartritis aguda. -Celulitis facial en niño menor de 05 años. NÚMERO DE MUESTRAS CULTIVADAS: La mayoría de las bacteremias, con excepción de las asociadas a endocarditis bacteriana e infecciones intravasculares y las que se producen en los niños, son intermitentes y de baja magnitud. Se ha demostrado que en un episodio bacterémico la positividad de una, dos y tres muestras para hemocultivo es de 91%, 98% y 99% respectivamente, al no existir diferencia significativa al tomar 2 o 3 muestra se indicará: Adultos: 2 muestras. Niños : 2 muestras. Paciente con sospecha de Endocarditis bacteriana: obtener 2 muestras para hemocultivo, si estos van negativos a las 24 horas , obtener un segundo set de 2 hemocultivos más. En ningún momento está recomendado la obtención de una muestra de sangre para hemocultivo en forma aislada, disminuye la positividad diagnóstica y la evaluación de contaminación. VOLUMEN DE MUESTRA: •Adultos: Por la baja incidencia de las bacteremias en los adultos, existe una relación directa entre el volumen de sangre cultivada y el porcentaje de bacteremias detectadas, por lo 25
- 26. tanto, se recomienda tomar un volumen total de 20 ml en las 2 muestras, (07-10ml por muestra). •Niños: El volumen es variable según edad: Edad Volumen Recién Nacidos 1-2 ml Lactantes de 1mes a 2 años 2 a 3 ml Mayores de 2 años 5ml Adolescentes 10ml INTERVALO DE TOMA DE MUESTRA: • Se ha documentado que el mejor momento para obtener la muestra de sangre es entre 2 horas a 30 minutos antes del peak febril, lo cual generalmente coincide con un periodo de calofríos. • Ambas muestras pueden ser obtenidas en el mismo momento, de diferentes sitios de punción, no siendo necesario fijar plazos determinados entre una muestra y otra. • En pacientes con terapia antimicrobiana la muestra debe ser obtenida inmediatamente antes de la próxima dosis de antimicrobiano. • Se debe obtener los 2 hemocultivos en un periodo máximo de 24 horas. . EVITAR CONTAMINACION: Debido, a que el aislamiento de microorganismos habituales de la flora bacteriana de piel, puede plantear problemas en la interpretación del examen, se hace necesario extremar las precauciones en la toma de muestra, para evitar su contaminación. Se recomienda: -Técnica aséptica en la toma de la muestra. -Lavado de piel del paciente con agua y jabón. -Uso de antiséptico. Se sabe que los porcentajes de contaminación se reducen, cuando los frascos que se usan, están cerrados con tapón de goma a través del cual se inyecta la sangre. La contaminación de hemocultivos no debe superar el 3%, por lo cual, siempre se deben considerar las medidas anteriores. 26
- 27. SISTEMA AUTOMATIZADO DE HEMOCULTIVOS BACTEC 9050 Recepción de Muestras: La recepción se realizará las 24 hrs. del día. El método autoanalizador Bactec 9050; está actualmente implementado para los servicio de: Medicina Adulto, Medicina Infantil, Infecciosos y U.C.I.. La implementación de este método para otros servicios clínicos será informada oficialmente en el momento que se produzca. Indicaciones: * Infección bacteriana del S.N.C. (Meningitis purulenta). * Lactante menor de 03 meses con hipertermia (mayor de 39,5ºC). * Síndrome febril de más de 04 días de evolución, sin foco clínico evidente. * Pleuroneumonias. * Paciente inmunodeprimido, con fiebre. * Sospecha clínica de septicemia. * Cardiopatía, con fiebre sin foco clínico evidente. * Osteoartritis aguda. * Celulitis facial en niño menor de 05 años. * Pielonefritis. Frascos de cultivo: (frascos BACTEC) *Serán entregados a cada servicio por Laboratorio Central. *Conservar entre 2ºC y 25ºC, en un lugar seco, fuera de la luz directa del sol. *Se debe examinar cada frasco antes de usarse para ver si presenta indicios de daño, contaminación o deterioro como: derrames, turbidez, decoloración u oscurecimiento o el tampón hinchado o hundido, si es así, el frasco se debe devolver a Laboratorio Central. *En el momento de la toma de muestra, el frasco de cultivo debe estar a temperatura ambiente. Toma de muestras: • La muestra debe extraerse utilizando técnica aséptica para reducir la posibilidad de contaminación, de acuerdo a Norma de toma de muestras para hemocultivos. • Para la toma de muestra se puede utilizar sistema de extracción al vacío. N° MUESTRAS : Adultos : 02 (I-II) Volumen x muestra : Adultos : 08 – 10 ml Niños : 02 (I-II) Volumen x muestra : De acuerdo a tabla de volumen según edad. • Los frascos deben identificarse con el nombre del paciente en el lugar señalado en la etiqueta, cuidando no escribir sobre el código de barras. 27
- 28. Recepción de muestras: La recepción se realizará las 24 hrs. del día. Informe : * Informe final negativo, se enviará al 5º día de cultivo. * Informes positivos, se comunicarán inmediatamente. DIAGNÓSTICO DE INFECCIÓN RELACIONADA CON EL CAT…TER VENOSO CENTRAL A pesar de todos los avances de infecciones intrahospitalarias, diseños de catéteres, la vigilancia epidemiológica sigue mostrando que las bacteremias asociados a catéteres endovenosos sigue siendo un problema importante. Ante cuadro febril asociado a catéteres venosos centrales y la sospecha de infección corresponde hacer diagnóstico. Existen muchas definiciones para SEPSIS por catéter, que incluyen desde la infección de la herida cutánea a nivel de la inserción del catéter hasta el shock séptico. De acuerdo al Consenso Nacional se considera la siguiente definición: INFECCION DEL TORRENTE SANGUÌNEO RELACIONADA AL CATETER: Bacteremia o fungemia en un paciente con un dispositivo vascular con uno o más hemocultivos periféricos positivos, con manifestaciones clínicas de infección ( fiebre, calofríos y/o hipotensión y sin otra fuente aparente de infección del torrente sanguíneo. Al menos una de las siguientes condiciones: 1. Cultivo positivo del extremo del catéter: mayor o igual a 15 ufc en su extremo distal, con identificación del mismo microorganismo que en la sangre. 2. Hemocultivos cuantitativos simultáneos a través del catéter y por venopunción con una razón mayor o igual a 4:1(sangre por catéter vs sangre periférica). De acuerdo a lo anterior la confirmación diagnóstica se realiza mediante diagnóstico microbiológico, por medio de procedimientos: 1. No conservadores: cuando esta indicado el retiro del catéter. 2. Conservadores: cuando por condiciones técnicas o clínicas del paciente no se ha indicado el retiro de catéter. ◊ Paciente neutropénico con catéteres permanentes. ◊ Catéteres de nutrición parenteral. ◊ Implantes vasculares ◊ Catéter doble lumen diálisis. ◊ Paciente sin otra posibilidad de acceso vascular. En la indicación del método de cultivo se debe considerar además la patogenia de las infecciones relacionadas a dispositivos intravasculares: La piel y la conexión son las principales fuentes de la colonización del catéter. 28
- 29. CATÉTERES DE CORTA DURACIÓN: La colonización es fundamentalmente de la superficie externa, por microorganismos de la piel del sitio de inserción y es el mecanismo predominante en los primeros 10 días de instalación. CATÉTERES DE LARGA DURACIÓN: Predomina la colonización de la superficie interna del C.V.C. en catéteres con más de 30 días de instalación. MÉTODO NO CONSERVADOR: CULTIVO DE PUNTA DE CATETER ( TÉCNICA SEMICUANTITATIVA DE MAKI): Sigue siendo el método más utilizado. § No requiere gran equipamiento y es de bajo costo. § Sólo recupera microorganismos desde la superficie externa del catéter, su máxima utilidad es para el diagnóstico de bacteremia relacionada a catéteres de corta duración. I.- INDICACIONES: Paciente con catéter venoso central que presente fiebre mayor de 38º C, sin foco infeccioso aparente, que lo explique. Signos de infección, a nivel de la herida cutánea, donde se inserta el catéter. II. TOMA DE MUESTRA: •Lavado clínico de manos. •Uso de guantes estériles: - Instalar campo estéril. - Cerrar conexión del catéter. •Con una pinza y tijera estéril cortar punto que fija el catéter a la piel y traccionar suavemente hacia el exterior. •Cortar con tijera estéril 3 cm de la punta del catéter, partiendo desde algunos milímetros bajo el nivel subcutáneo del catéter. - Guardar la punta del catéter en un tubo estéril de boca ancha. - Enviar al Laboratorio Central antes de 2 horas. - Paralelamente se deben tomar 3 hemocultivos de vía periférica del paciente. 29
- 30. III.INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS: - Si se informa desarrollo menor de 15 colonias (15 UFC), se interpreta como contaminación del catéter al momento de retirarlo. - Si se informa desarrollo igual o mayor de 15 colonias (> o = 15 UFC) se interpreta como una “infección” del catéter, la cual puede ser la causa del cuadro clínico del paciente, si además se ha aislado el mismo microorganismo que en los hemocultivos periféricos. M…TODO CONSERVADOR HEMOCULTIVOS CUANTITATIVOS Permiten el diagnóstico microbiológico de sepsis, por catéter venoso central y está indicado para no remover el catéter venoso central. Por este método se deben tomar muestras de sangre desde vía periférica y vía central, con el fin de comparar recuento de colonias o desarrollo de microorganismo cuya interpretación definirá si el paciente presenta una bacteremia asociada a catéter venoso central. I.- TOMA DE MUESTRA •Preparación de la piel, lavado por arrastre con jabón antiséptico. •Lavado clínico de manos con jabón antiséptico, uso de guantes estériles. •Extraer de vena periférica 3 hemocultivos de la forma habitual y enviar al laboratorio. •Extraer con el 1º hemocultivo, 1 ml. de sangre en jeringa heparinizada, (0,05 cc de heparina), luego tapar con técnica aséptica. •Identificar con el nombre del paciente y lugar en que se obtuvo. •Enviar de inmediato al laboratorio. •Extraer 1 ml. de sangre por catéter venosos central y eliminar. •Extraer 1 ml. de sangre en jeringa heparinizada (0,05 cc de heparina) por el catéter central, luego tapar con técnica aséptica lo mas cercano al paciente. •Identificar con el nombre del paciente y lugar en que se obtuvo. •Enviar de inmediato al laboratorio. II.- INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS ◊ Se informa recuento de colonias por 1 ml. en hemocultivo periférico y recuento de colonias por hemocultivo central. (UFC/ml = unidades formadoras de colonias por ml). ◊ Si el recuento de colonias en hemocultivo central es 4 veces superior a hemocultivos periférico, se interpreta como bacteremia por catéter venoso central, si además se ha aislado el mismo microorganismo por ambas vías. Sensibilidad : 94% y Especificidad: 100%. 30
- 31. ◊ Recuento central mayor de 100ufc/ml, con hemocultivo cuantitativo periférico negativo. Sensibilidad: 82% y Especificidad: 100% TOMA MUESTRAS CITOQUIMICOS 1.-LÍQUIDO AMNIÓTICO: –La muestra debe ser tomada por el médico y vaciada en dos tubos estériles tapados herméticamente. –En lo posible, no debe estar contaminada con sangre ni meconio y debe venir protegida de la luz. * Enviar de inmediato al laboratorio, con los datos del paciente, nombre y dos apellidos en una gradilla porta tubos, la cual debe estar dentro de una caja termoaislante. 2.- CITOQUÍMICOS DE LÍQUIDOS : 31
- 32. L.C.R., ASCÍTICO, PLEURAL, ARTICULAR, PERITONEAL –Debe ser tomada por el médico y vaciada en dos tubos: * Tubo con anticoagulante (tapa lila) para el recuento celular total y diferencial. * Tubo sin anticoagulante (tapa roja) para el examen físico químico. –Evitar la contaminación con sangre pues se introducen errores significativos en la concentración de proteínas y recuento celular. •Enviar rápidamente al laboratorio, rotulada con los datos del paciente, nombres y dos apellidos en gradilla para tubos, la cual debe estar dentro de una caja termoaislante. 3.- QUÍMICOS EN DEPOSICIONES: PH Y BENEDICT, SUDAN III - Tomar una pequeña muestra de deposiciones en un envase limpio y rotular con los datos del paciente. - Se debe enviar de inmediato al laboratorio, rotulada con los nombres y dos apellidos del paciente, junto a la solicitud de examen. 4.- CAROTENOS: Carotinemia Basal: - El paciente debe estar en ayunas. - Tomar una muestra de sangre, en tubo sin anticoagulante (mínimo 6 ml) el cual debe venir protegido de la luz. •Enviar rápidamente al laboratorio, rotulado con los datos del paciente, nombre y dos apellidos, junto a la solicitud de examen. 5.- LÍQUIDO SEMINAL : Instrucciones : - Abstinencia sexual de 3 días previos al examen. –La mejor forma de obtener la muestra es por masturbación. –La muestra debe ser obtenida en un frasco estéril y llevada de inmediato al laboratorio, manteniéndola a temperatura corporal. –El paciente debe indicar la hora de obtención de la muestra. –Idealmente se debe obtener la muestra en un lugar cercano al laboratorio. -La muestra debe venir rotulada con los nombres y dos apellidos del paciente adjuntando la solicitud de examen. 32
- 33. TOMA DE MUESTRA EXAMENES ORINA Para los exámenes que a continuación se indican, la toma de muestra es la siguiente: 1.- Envase limpio y seco. 2.- Limpiar genitales con solución antiséptica suave y enjuagar con abundante agua. 3.- Dejar escurrir el 1° chorro de orina a la taza del baño y recolectar el segundo chorro ó chorro medio en el envase (la orina debe ser de la primera micción de la mañana). 4.- El último chorro de orina también se descarta a la taza del baño. Ejemplos de exámenes: - Acides Titulable - Pigmentos biliares - Cuerpos Cetónicos - Proteínas de Bence Jones - Orina completa - Cloruro Férrico (Fe Cl3) - pH - 2-4 DNPH ORINA DE 24 HORAS 33
- 34. Para obtener esta muestra debe comenzarse en la mañana, la primera orina es descartada, desde ese momento, todas las orinas emitidas deben ser recolectadas en un envase, en un plazo que comprende 24 hrs., o sea hasta la primera orina del día siguiente. La orina, en el transcurso de recolección, debe ser refrigerada (4° C) o en la puerta del refrigerador. Ejemplo : - Proteinuria Cuantitativa - Nitrógeno Ureico - Glucosuria - Fosfato - Urea urinaria - Calcio Orina de 24 Horas o muestra aislada: - Amilasuria - Creatininuria - Electrolitos NOTA : Las muestras deben llegar en envase de boca ancha hermético, rotuladas con nombre completo y legible, además, deben llegar en bolsas plásticas separadas de la solicitud de examen. “Un buen resultado dependerá de la rapidez de envío de la muestra desde el servicio al laboratorio”. Hasta 2 horas puede retrasare el envío hacia el laboratorio, en ese intertanto la muestra debe estar refrigerada; después de 4 horas los elementos estructurales en la orina se destruyen y el resultado del sedimento no será copia fiel de la realidad del paciente. EXAMENES SECCION KOCH 1.- EXPECTORACION: –Envase - Ad-hoc (plástico negro con tapa transparente) a) Para pesquiza de T.B.C. Pulmonar : 2 muestras 1.- 1 Inmediata (después de la consulta) 2.- 1 Matinal ( al despertar del día siguiente) b) Para control de tratamiento T.B.C. Pulmonar : 1 muestra matinal. 2.- ORINA: 6 muestras en días hábiles. * Primera micción matinal, 2º chorro, mínimo 100 cc. Idealmente, frasco estéril. * Traer diariamente cada muestra al laboratorio. 34
- 35. 3.- CONTENIDO GÁSTRICO: 3 muestras en ayunas, en días seguidos, No se utiliza esta muestra para control de tratamiento. 4.- PUNCIONES CAVIDADES CERRADAS (L.C.R., Sinovial, Pleural, etc.) - Cantidad: Lo máximo posible, en frasco estéril. 5.- BIOPSIAS: (Muestra de tejido, hueso, etc.) - En frasco estéril con suero fisiológico ó agua destilada; en ningún caso, en fijadores como formalina. 6.- PUS: - Cantidad suficiente, en frasco o tórula estéril. 7.- HEMOCULTIVO KOCH: * Sólo para pacientes VIH (+). 3 Muestras de 10 ml de sangre c/u, tomadas en jeringa cebadas con heparina. Enviar a Laboratorio. EN GENERAL: Todo tipo de muestra para estudio bacteriológico de Koch debe ser protegido de la luz, en casos indispensables conservadas a 4ºC y óptimamente derivadas lo antes posible a Laboratorio Central para su procesamiento. TOMA DE MUESTRAS PARA DETERMINACIÓN CON TECNICAS DE INMUNOFLUORESCENCIA 1.- Virus respiratorios. 2.- Bordetella pertusis. 3.- Chlamydias sp. La muestra establecida por el Laboratorio es el aspirado nasofaringeo en pacientes pediátricos; en casos especiales de pacientes adultos en que este procedimiento no sea recomendable, se sugiere obtener la muestra mediante desgarro profundo. Preparación del paciente: El paciente debe tener un ayuno de 6 horas como mínimo antes de tomar la muestra. 4.- Chlamydias trachomatis: Dependerá de su localización: Secreción conjuntival, secreción endocervical, secreción uretral. Obtención de la muestra: Se debe obtener con tórula estéril, rotandola suavemente en el lugar de la lesión para obtener células y secreción, puesto que al microscópico se deben observar corpúsculos intracelulares la torula debe rotar sobre el portaobjeto, entregado por el laboratorio, 35
- 36. siempre en un solo sentido. Rotular con lápiz gráfito el nombre del paciente en la zona esmerilada y enviar de inmediato al Laboratorio. NORMAS GENERALES ESTUDIO SEROLÓGICO DE AGENTES INFECCIOSOS - TOXOPLASMA - MYCOPLASMA PNEUMONIAE. - RUBEOLA - LEGIONELLA PNEUMOPHILA. - CITOMEGALOVIRUS - VIRUS EPSTEIN BARR. - HEPATITIS A, B y C - BARTONELLA HENSELAE. - V.I.H. - CHLAMYDIA PNEUMONIAE. - CHLAMYDIA PSITASSI. - CHLAMYDIA TRACHOMATIS. PREPARACION DEL PACIENTE: El paciente debe tener al menos 4 horas de ayuno, antes de tomar la muestra. OBTENCION DE LA MUESTRA: Colectar mínimo 4 ml de sangre sin anticoagulante (tubo de tapa roja) por punción venosa. Si las muestras provienen de localidades lejanas al Laboratorio Central, no se debe enviar sangre total. En estos casos se separa el suero por centrifugación y se envía en un tubo con cierre hermético al Laboratorio. Si no se envía de inmediato, se debe conservar el suero congelado (-20° C.) hasta su envío al Laboratorio. Rotular los tubos con el nombre y los 2 apellidos del paciente. TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS: Colocar las muestras en un recipiente secundario (con gradillas de tubos) a prueba de filtraciones y termorefrigerado plástico y enviar de inmediato al Laboratorio. TOXOPLASMA : 36
- 37. Enzimoinmunoensayo para la detección cualitativa de anticuerpos IgM frente a Toxoplasma gondii, en suero humano. Las pruebas serológicas son el principal método diagnóstico: Anticuerpos del tipo IgM pueden detectarse por EIA de captura 2 semanas después de la infección, con una concentración máxima al cabo de 1 mes comenzando a disminuir , siendo indetectables entre 6-9 meses (excepcionalmente duran hasta 2 años). INDICACIONES: -Recién nacido, de madre con infección primaria durante la gestación. -Recién nacido, de madre con infección VIH y por Toxoplasma. •Prenatal : Solicitud de anticuerpos IgM en sangre fetal (disponible en laboratorio central IgM/IgG) •Postnatal: Anticuerpos IgM/IgA específicos contra Toxoplasma: Detección de IgG después de las 12 semanas de edad. Infección por VIH más Toxoplasma: Títulos variables de IgG, pocas veces tienen IgM, el serodiagnóstico de infección activa es dificil debido a inmunosupresión de estos pacientes. RUBEOLA : Enzimoinmunoensayo de captura, para la detección cualitativa de anticuerpos IgM, frente al virus de la Rubeola en suero humano. Indicado en el diagnóstico de las infecciones agudas o recientes, por el virus de la Rubeola, tomar sólo una muestra si IgM es positiva. Si IgG es positiva, tomar dos muestras separadas por 2-3 semanas. Se requiere sólo una muestra de suero, para conocer el estado inmune al virus Rubeola. INDICACIONES: 1.Solicitud de IgM: Infección postnatal reciente o infección congénita en neonato, infección congénita se puede confirmar por la presencia, durante varios meses, de concentraciones séricas estables o crecientes de IgG anti- rubeola. 2.Seguimiento serológico en mujer embarazada con contacto de rubeola: • Primera muestra, solicitud de IgG •Segunda muestra, 3-4 semanas más tarde si la primera fue negativa •Tercera muestra a las 6 semanas de la exposición ( si la segunda muestra fue negativa) CITOMEGALOVIRUS : 37
- 38. 1.Determinación de infección previa con CMV o infección reciente 2.Establecer pacientes de riesgo o susceptibles de infección primaria 3.Diagnóstico de infección congénita (Presencia de IgM a CMV en sangre de cordón o sangre de RN, indica infección congénita ) 4.Determinar etiología de fiebre prolongada en inmunocomprometidos 5.Etiología de Síndrome Mononucleósico en adultos jóvenes, con anticuerpos heterófilos negativos. Los anticuerpos del tipo IgM son producidos durante las primeras 2 a 3 semanas de la infección con CMV y existen sólo transitoriamente en la mayoría de los pacientes, siendo raramente positivos en reinfección. La determinación de IgG anti CMV, puede ayudar en el diagnóstico de infección por CMV cuando se tienen sueros pareados, de la fase aguda y de convalescencia, esperando seroconversión o un alza de 4 veces el título inicial. HEPATITIS A : Enzimoinmunoensayo de captura, para la detección cualitativa de anticuerpos IgM frente al virus de la Hepatitis A (IgM anti-VHA) en suero humano. Indicado en el diagnóstico de las infecciones agudas o recientes, por el virus de la Hepatitis A. La IgM anti - VHA está normalmente presente hasta 6 y 9 meses después de la infección. HEPATITIS B: Enzimoinmunoensayo de micropartículas, para la detección cualitativa del antígeno de superficie del virus de la Hepatitis B (HBsAg) en suero humano. Indicado en el diagnóstico de las infecciones por VHB, así como para monitorizar pacientes ya infectados. HEPATITIS C: Enzimoinmunoensayo de captura para la detección cualitativa de anticuerpos IgM frente al virus de la Hepatitis C (IgM anti-VHC) en suero humano. Indicado para determinar la presencia de Anti-VHC; lo que sugiere infección reciente, portación. V.I.H.: 38
- 39. Enzimainmunoanálisis de microparticulas (M.E.I.A.), para la detección cualitativa de anticuerpos frente al virus de la inmuno deficiencia humana de tipo 1 (grupos M y O) y/o de tipo 2 (V.I.H.-1, V.I.H.-2) en suero o plasma humano y se utiliza como ayuda en el diagnóstico de las infecciones por el V.I.H. Este ensayo no distingue la reactividad de anticuerpos frente al V.I.H.-1 y V.I.H.-2. La técnica utiliza antigenos derivados recombinantes que corresponden a 4 proteinas virales. Las muestras inicialmente reactivas, se deben volver a analizar por duplicado. La técnica estima especifidad del 99,94% la sensibilidad es señalada con un valor del 100%. ESTUDIO SEROLÓGICO DE AGENTES INFECCIOSOS POR TECNICAS DE INMUNOFLUORESCENCIA TOMA DE MUESTRA : Suero de 1-2 semanas posterior a inicio de sintomas, extraer en tubos venojet tapa roja 5 ml de sangre. Identificar la muestra con el nombre y dos apellidos del paciente y envíar estas al laboratorio central inmediatamente después de la extracción, si estas no son enviadas el mismo dia refrigerar a 4°C máximo una semana. MYCOPLASMA PNEUMONIAE Inmunofluorescencia Indirecta (IFA) anti Mycoplasma pneumoniae. Detección cualitativa y semicuantitativa de anticuerpodel tipo IgM anti M. pneumoniae en suero humano. La presencia de anticuerpos anti IgM en un suero único, provee fuerte evidencia de infección actual. CHLAMYDIA PNEUMONIAE, PSITASSI, TRACHOMATIS En la primoinfección, suele aparecer IgM de forma más precoz que la IgG y en las reinfecciones es infrecuente la aparición de IgM , pero la seroconversión IgG es más precoz. LEGIONELLA PNEUMOPHILA El diagnóstico, se basa en las características clínicas descritas, más radiografía de tórax que revela infiltrados basales e hiliares, con demostración de títulos significativos de IgM anti L pneumonphila por ELISA o por IFI. 39
- 40. VIRUS EPSTEIN BARR (E.B.V.): Inmunofluorescencia anti EBV-VCA(anti Cápside viral) para la detección de IgM frente a EBV en suero humano. Solicitar estudio de anticuerpos por inmunofluorescencia para EBV en aquellos pacientes con sospecha de Mononucleosis infecciosa, con anticuerpos Heterófilos negativos (10 - 15% de adultos y mayor porcentaje de niños con infección primaria por EBV no desarrollan anticuerpos heterófilos). Los títulos de IgM e IgG presentan un peak a las 3-4 semanas del inicio de la infección primaria con EBV. IgM anti VCA declina rápidamente y es usualmente indetectable después de las 12 semanas. IgG anti VCA declina lentamente y persiste en el tiempo. BARTONELLA HENSELAE: Se solicita cuando el paciente presenta múltiples adenopatias, negativas a cualquier otra determinación que la origine. Se le correlaciona directamente con pacientes que hayan tenido contacto con gatos (arañazo de gatos), quienes lo portan en forma natural. Su determinación se busca a través de titulos altos (> o = 1:256) de IgG, puesto que la determinación de IgM, no tiene significancia clínica. 40
- 41. INDICACIONES TOMA MUESTRAS PARASITOLOGIA 1.- COPROPARASITOLÓGICO SERIADO: Método : Burrows (P.A.F.) Muestra : Deposiciones en frasco con fijador, entregado por Laboratorio Central. INSTRUCCIONES : a) Requisitos: •Muestra de deposición debe obtenerse en un recipiente limpio, evitando el contacto con orina o sangre, con la paletita provista en la tapa del frasco. •Si es de un lactante, obtenerla de la parte central del pañal, recién emitida. •Tomar 3 muestras, día por medio, en el mismo frasco. Tapar herméticamente. •El volumen máximo de deposición debe ser aproximadamente igual a la cantidad de fijador que contiene el frasco. •El paciente no debe haber ingerido en los últimos 10 días: antibióticos, quimioterápicos, purgantes oleosos, antiparasitarios, carbón ni bario. Conservación : Las muestras fijadas pueden ser almacenadas en un lugar fresco y si es posible en refrigerador a 4° C, por no más de 1 semana antes de enviarlas al laboratorio, previamente rotuladas con los datos del paciente. 2.- BÚSQUEDA DE TRICHOMONAS VAGINALIS: En la Mujer : - Muestra de flujo vaginal. En el Hombre : - Muestra de orina recién emitida. * Enviar de inmediato al laboratorio, rotuladas con los datos del paciente. 41
- 42. 3.- TEST DE GRAHAM: Instrucciones: - Se entregan al paciente tres portaobjetos ya preparados con las siguientes instrucciones: " En el momento de usar, desprender la cinta por el extremo doblado y aplicar el scotch en la región perianal y entre las nalgas. Pegar nuevamente el scotch bien estirado en el portaobjetos, envolver en el papel y escribir en él los datos del paciente. - Tomar las 3 muestras en días seguidos. •Una vez obtenidas las 3 muestras, enviar rápidamente al laboratorio. 4.- SANGRE EN DEPOSICIONES : TEST DE WEBER –Se le entrega al paciente una tarjeta y tres paletas de madera, con las instrucciones para tomar la muestra, en un sobre cerrado. –El paciente debe poner una pequeña cantidad de deposición en las áreas indicadas en la tarjeta, durante 3 deposiciones consecutivas, que pueden ser el mismo día o en días seguidos. –El paciente no debe ingerir carnes ni pescado, 48 hrs. antes de obtener las muestras. –Rotular con los datos del paciente. •Enviar de inmediato, una vez obtenidas las 3 muestras, al laboratorio. 5.- INSTRUCTIVO TOMA DE MUESTRA PARA HIDATIDOSIS (E.L.I.S.A.) PREPARACION DEL PACIENTE: El paciente debe tener al menos 4 horas de ayuno antes de tomar la muestra. OBTENCION DE LA MUESTRA: Colectar mínimo 4 ml de sangre sin anticoagulante (tubo tapa roja) por punción venosa. Si las muestras provienen de localidades lejanas al Laboratorio Central, NO se debe enviar sangre total. En estos casos se separa el suero por centrifugación y se envía en un tubo con cierre hermético al laboratorio. Si no se envía de inmediato, se debe conservar el suero congelado. ROTULAR LOS TUBOS CON EL NOMBRE Y LOS DOS APELLIDOS DEL PACIENTE. TRANSPORTE DE LA MUESTRA: Colocar las muestras en un recipiente secundario (con gradilla de tubos) a prueba de filtraciones y termorrefrigerado de plástico y enviar de inmediato al laboratorio. LAS MUESTRAS DEBEN LLEGAR SEGÚN LAS CONDICIONES ANTES SEÑALADAS, COMPLETANDO EL FORMULARIO ESPECIFICO PARA LA REALIZACIÓN DEL EXAMEN. 6 .- BÚSQUEDA DE : “Criptosporidium e Isospora belli”: - Las instrucciones son las mismas dadas para la muestra de coproparasitológico seriado. 42
- 43. 7.- DIAGNÓSTICO DE : “Pneumocystis carinii”: - La muestra es, secreción nasofaríngea en niños y en el adulto, expectoración inducida, complementada con lavado broncoalveolar si la anterior es negativa y el diagnóstico es sugerente. INSTRUCCIONES EXPECTORACIÓN INDUCIDA : a) El paciente debe estar bien hidratado, por lo tanto, nebulizar con suero fisiológico 5 a 10 min. antes de tomar la muestra. b) Dar mucolíticos. c) Realizar un aseo prolijo de la cavidad oral, incluyendo lengua (cepillar) d) Finalmente provocar la tos con kinesiterapia o pedir al paciente que elimine un desgarro profundo. e) Las muestras deben ser seriadas, mínimo 3, tomadas el mismo día o en días seguidos en frascos estériles. * Las muestras deben ser enviadas rápidamente al laboratorio, rotuladas con los datos del paciente. 43
- 44. TOMA DE MUESTRAS DE INMUNO-ENDOCRINOLOGÍA 1.- Para las prestaciones que a continuación se señalan, se requiere una muestra de 5 cc. de sangre total sin anticoagulante(tubo tapa roja), y por lo general, es suficiente una muestra para varias determinaciones. No es necesario ayuno estricto. –Ferritina –Niveles plasmáticos de fármacos (Digoxina, Teofilina, Fenitoina, Fenobarbital, Carbamazepina, Ac. Valproico). –Electroforesis de Proteinas –Cortisol –Hormona Folículo Estimulante (F.S.H.) –Prolactina –Progesterona –Hormona Luteinizante(L.H.) –Hormona Tiroestimulante(T.S.H.) –Tiroxina (T4)- T4 libre –Triyodotironina (T3) –Hormona Gonadotrofina Coriónica (H.C.G.) –Anticuerpo Antígeno nuclear extractable (E.N.A.) –Anticuerpo antinucleares(A.N.A.) –Anticuerpos anti D.N.A. –Antiestreptolisina O (A.S.O.) –Complemento C3-C4 –Inmunoglobulinas (G-A-M-E) –Proteina C Reactiva –Insulina (según indicación médica puede ser ayuno o sobre carga de glucosa como test tolerancia a glucosa) –Factor Reumatoídeo –Mononucleosis (Monotest) –17-OH Progesterona –Marcadores Tumorales (PSA total , PSA libre, Ca 125, Ca 15-3, Alfa FetoProteínas, C.E.A) 2.- Microalbuminuria (orina 12 hrs., mañana) 3.- Recuento de Eosinófilos –Secreción nasal o bronquial : se toma con tórula, se hace extendido en portaobjeto (pedir a laboratorio). 4.- Electroforesis de Hemoglobina (tubo para Hemograma = tapa lavanda). 5.- Exámenes: ENA, ANA, DNA, ACA. 17 OH Progesterona, No se procesan diariamente, solo se Electroforesis de proteinas, cuenta con un mínimo determinado de eletroforesis de hemoglobina. exámenes. 44
- 45. TOMA DE MUESTRAS DE V.D.R.L. DIAGNOSTICO SEROLOGICO DE SIFILIS: 1.OBTENCION DE LA MUESTRA: I Pruebas no treponemicas: V.D.R.L. en sangre: El paciente debe encontrarse en ayunas o a lo menos 2 horas después de las comidas, para evitar sueros quilosos. Tomar mínimo 3cc de sangre en un frasco sin anticoagulante (tapa roja). Rotular el frasco con nombre y dos apellidos del paciente. V.D.R.L. en L.C.R.: Extraer en forma aséptica 1 ml de líquido cefalorraquídeo, mediante punción lumbar, en frasco estéril. Identificar la muestra con nombre y dos apellidos del paciente. 2. TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS: Al enviar las muestras, se debe adjuntar una planilla en triplicado que debe contener los siguientes datos: -Nombres y dos apellidos del paciente. -Ficha clínica. -Procedencia y dirección. -Grupo de pesquiza. -Especificar si es 1° o 2° examen o control. -Fecha de colección y envio de muestras. La muestra debe ser enviada de inmediato al laboratorio, en gradilla porta tubos la cual debe estar dentro de una caja termoaislante. Si las muestras no son enviadas el mismo día al laboratorio y no es posible separar el suero, guardarlas en refrigerador (no congelar) hasta su envío al día siguiente. Cuando es posible separar el suero, éste debe mantenerse refrigerado hasta su envío al laboratorio, destacando sueros quilosos. II.- TECNICA TREPONEMICA: MHA-TP : Se realiza solamente en sangre. 45
- 46. 1. OBTENCION DE LA MUESTRA: El paciente debe encontrarse en ayunas o a lo menos 2 horas después de las comidas, para evitar sueros quilosos. Tomar mínimo 3 cc de sangre en un frasco sin anticoagulante (tapa roja). Rotular el frasco con nombre y dos apellidos del paciente. 2. TRANSPORTE: Al enviar las muestras, se debe adjuntar una Solicitud de hemaglutinación MHA-TP que debe contener los siguientes datos: nombre y dos apellidos del paciente, Ficha Clínica, Procedencia, antecedentes serológicos y clínicos del paciente. La muestra debe ser enviada de inmediato al laboratorio, en gradilla porta tubos la cual debe estar dentro de una caja termoaislante. Si las muestras no son enviadas el mismo día al laboratorio y no es posible separar el suero, guardarlas en refrigerador (no congelar) hasta su envío al día siguiente. Cuando es posible separar el suero de la muestra, este debe mantenerse refrigerado hasta su envío al laboratorio, descartando sueros quilosos. BIBLIOGRAFÍA: 46
- 47. 1. Normas Prevención y Control de I.IH. Hospital Base Valdivia, 2004. 2. Norma Toma muestras Hemocultivos, Bacteriología, ISP-Chile., www.ispch.cl, 2004. 3. Concenso de Neumonia asociado a ventilación mecánica Revista Sociedad Chilena de Infectología v. 18 s2 Santiago 2001 4. Concenso prevención de infecciones asociadas a catéteres vasculares centrales. Sociedad de infectología. Revista Chilena de Infectología V 20 Nº 1 Santiago 2003. 5. ELABORADO POR: • Profesionales Secciones Laboratorio Central, Hospital Base Valdivia. BQ. Patricio Bórquez Yánez Dra. Ginette Grandjean Obando Jefe Laboratorio Central Subdirector Médico Hospital Base Valdivia Hospital Base Valdivia Dr. Javier León Rivera. Director Hospital Base Valdivia VALDIVIA, Octubre 2004 Actualizada año 2001 Actualizada año 1997 Elaborada año 1992 47